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生物计算题假定大肠杆菌只含14N的DNA的相对分子质量为a
只含15N的相对分子质量为b
现将只含15N的DNA培养到14N的培养基培养
子一代DNA的平均相对分子质量为
多少（要求做题过程）
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　　假设这个相对分子质量说的是双链DNA的,不然一下答案中的平均分子量都要乘以2.　　我们假设亲代有1个双链DNA.那么,亲代的平均分子质量为　1*b/1=b　　无论在今后的多少代,（假设代用m来表示,m=0是亲代,m=1是子一代依次类推）,理论上15N的量是固定的,也就是说有2条15N的DNA单链；每一代DNA的量却会翻倍,也就是说 DNA单链 的量是2*(2^m)=2^(m+1)DNA双链的数量是2^m要求平均分子量[(14N单链数量*a/2)+(15N单链数量*b/2)]/(双链DNA数量)也就是[((2^(m+1)-2)*a/2)+(2*b/2)]/2^m[((2^m-1)*a)+b]/2^ma+(b-a)/2^m子一代：m=1平均分子量为a+(b-a)/2^1=(a+b)/2子二代：m=2平均分子量为a+(b-a)/2^2=(3/4)a+(1/4)b有了通式,推到多少代都行,当然,这只是理论上成立的啦~
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子一代的DNA的平均相对分子质量为（a+b)/2，因为DNA的复制方式为半保留复制，即复制时解开螺旋，以一条链为模板，合成子代DNA分子。所以合成的子代DNA中的双链一条是14N，一条是15N，平均相对分子质量为（a+b)/2。同理可得，子二代为（3a+b)/4。望采纳！...
扫描下载二维码概述/分子量
超高分子量聚乙烯
分子量是分子或特定单元的与核素碳12（原子量为12的碳原子）原子质量的1/12之比，等于分子中原子的原子量之和。如(SO2)的分子量为64.06，即为一个和两个的原子量之和。分子量 molecular weight 分子中各原子量的总和。是不同分子量同系物的混合物，其分子量需以统计平均分子量表示。
我们过去长期习惯使用着的“分子量”实际上都是相对的分子质量。因此，国标指出“以前称为分子量”的即是“相对分子质量”(relative&molecular&mass)，并将后者定义为“物质的分子或特定单元的平均质量与核素12C原子质量的1/12之比”。相对分子质量是两个质量之比，也在计算表达形式上进一步明确了“相对”的含义。
相对分子质量/分子量
相对分子质量：式中各原子的相对质量的总和与原子的质量计量一样，分子的质量计量也先后存在3个量名称：相对分子质量、和。众所周知，
沸点与相对分子质量的关系分子的质量为组成分子的各原子的质量之和。在日常专业工作中，不论是单质还是化合物，它们的分子质量都是根据各元素原子的个数和各元素的“相对原子质量”(由元素周期表上查到)计算得到。既然元素的相对原子质量是一个单位为“1”的相对质量，那么由此计算得到的分子质量必然也是一个单位为“1”的相对质量。对于某些结构复杂的生物大分子，往往都是通过、或色谱分析等方法测得其近似分子质量，因而更是一个相对概念的量值。所以，我们过去长期习惯使用着的“分子量”实际上都是相对的分子质量。因此，国标指出“以前称为分子量”的即是“相对分子质量”(relative molecular mass)，并将后者定义为“物质的分子或特定单元的平均质量与核素12C原子质量的1/12之比”。相对分子质量是两个质量之比，也在计算表达形式上进一步明确了“相对”的含义。对于定义中的“特定单元”，主要是指空气等组成成分基本不变的特殊混合物，它们的相对质量可根据其组成成分(N2，O2，CO2，Ar等)的相对分子质量和其在空气中的体积分数计算其平均质量，然后与 12C原子质量的1/12相比即可获得。相对分子质量的量符号为Mr，单位为“1”。
对于过去长期使用的“分子量”，其英文为molecular weight，确切原意为“分子重量”。它既不是质量概念，又没有相对的含意，因而也是一个不够准确和不够科学的量名称。根据国标规定，“分子量”应停止使用，凡过去使用“分子量”的场合都应换以使用“相对分子质量”。另外，过去一直以“Dalton”、“D”和“kD”作为分子量的单位，后来也曾有人提出以“u”作为分子量的单位，这些都是不恰当的用法。相对分子质量的单位只能是“1”，而不是“Dalton”，“D”，“kD”或“u”。
至于分子质量，国标中仅给出了一个量符号m，其单位为
分子量“kg”和“u”。从理论上说应是一个与“原子质量”对应的绝对意义的质量。但在现实中，这样的“分子质量”几乎是不可能得到的，而且在实际工作中也不可能接触和使用它。因此，我们可以不必花费精力去研究它。
“kD”又常写为“kDa”,意义为“千道尔顿”。“D”(“”)是John Daleon(年)1803年创立倍比定律时的确定的的旧单位符号［7］,虽然属非SI单位即非法定计量单位,但至今仍在被国内外文献中大量使用。中国期刊界已有不少人著文要求取缔“D”及其衍生单位符号如kD、MD等。但取缔后的表达形式却不尽相同。有人认为应该用法定的原子质量单位符号“u”取而代之［1,5,6］,如将“5 kD”写为“5 ku”。又有人同时认为,可以用相对分子质量(Mr)或相对原子质量(Ar)的单位“1”取代,如将“5 kD”写“5×103”［1］。D”本身意义就为相对原子量”［7］,因而用“u”取代“D”虽然在生物学领域中数值方面显不出差异,但“u”与“D”的原始概念并不相同。因此,我刊认为在处理“kD”之类的单位时,至少应建议作者区别不同单位符号与不同量符号之间的匹配:如5 kD改为5 ku,则其量符应使用m(如m=5 ku);如用改为5×103,则应用“Mr”或“Ar”表达。此外,鉴于目前科学界尚有大量使用“D”或“kD”的文献存在,在某些类型的论文写作中,作者往往会坚持在某些数据中使用“D”或“kD”。例如在综述类论文中,被引用文献数据中“D”常常不可避免。在这种情况下,我们认为应尊重作者的选择,虽然期刊中会出现“非法的”D,但不应视为“违法”。
在法定计量中,有两个不同意义的u。一个“u”是可与SI单位并用的中国;其与SI单位的关系为1 u≈1.660 540×10-27 kg,其量名称为质量;单位名称为“原子质量单位”［2］。因而其量符号应为m。例如某物质X的质量为5 ku,可写为m(X)=5 ku。另一个u是SI量“原子
分子量质量常量”(“mu”)的单位符。原子质量单位常量(量符号为mu)的定义为:“一个12C中性原子处于基态的静止质量的1/12”;u的名称也为“原子质量单位”,但1 u=(1..0000010)×10-27 kg［8］。据法定计量GB［3］,当需要用u表达质量m时,则应有m=Mr *mu［3］。这样看来,如果用来代替kD的ku若是原子质量常量的单位,则应先知道被计量的物质X的相对分子质量Mr(X),因为m(X)=Mr(X)*mu。再比较“mu”的定义和“Ar”或“Mr”定义。mu的定义: mu=m(12C)/12［8］;而Ar(或Mr)的定义为:“元素的(或分子的)平均原子质量与核素12C原子质量的1／12之比［3］”。两者在本质上是不同的。鉴于以上认识,根据法定计量表达规则［10］,我们认为不宜将u或ku作为Ar或Mr的单位符号使用。
分子量分布/分子量
&molecular weight distribution，组成中
不同分子量分布的产品不同量聚合物的相对量。此相对量按一定的概率函数分布，通常以分子量分布曲线表示。分子量分布（Molecular Weight Distribution, MWD ）：由于高聚物一般由不同分子量的同系物组成的，因此它的分子量具有一定的分布，分子量分布一般 有分布指数和分子量分布曲线两种表示方法。
质均分子量/分子量
中按数按质量平均的相对分子质量。质均分子量的测定，高聚物的分子量及分子量分布，是研究聚合物及高分子材料性能的最基本数据之一。它涉及到高分子材料及其制品的力学性能，高聚物的流变性质，聚合物加工性能和加工条件的选择。也是在高分子、高分子领域对具体聚合反应，具体聚合物的结构研究所需的基本数据之一。粘度法测质均分子量，Mη）用乌式粘度计，测高
超高分子量聚乙烯管材生产
分子稀释溶液的[η]，根据Mark-Houwink公式[η]＝kMα，从文献或有关手册查出k、α值，计算出高分子的分子量。其中，k、α值因所用溶剂的不同及实验温度的不同而具有不同数值。　　 当入射光电磁波通过介质时，使介质中的小粒子（如高分子）中的电子产生强迫振动，从而产生二次波源向各方向发射与振荡电场（入射光）同样频率的散射光波。这种散射波的强弱和小粒子（高分子）中的偶极子数量相关，即和该高分子的质量或摩尔质量有关。根据上述原理，使用对高分子稀溶液测定和入射光呈小角度（2℃－7℃）时的，从而计算出稀溶液中高分子的绝对重均分子量（MW）值。采用动态光散射的测定可以测定粒子（高分子）的半径的分布，进而计算得到高分子分子量的分布曲线。　　 当高分子溶液通过填充有特种多孔性填料的柱子时，溶液中高分子因其分子量的不同，而呈现不同大小的流体力学体积。柱子的填充料表面和内部存在着各种大小不同的孔洞和通道，当被检测的高分子溶液随着淋洗液引入柱子后，高分子溶质即向填料内部孔洞渗透，渗透的程度和高分子体积的大小有关。大于填料孔洞直径的高分子只能穿行于填料的颗粒之间，因此将首先被淋洗液带出柱子，而其他分子体积小于填料孔洞的高分子，则可以在填料孔洞内滞留，分子越小，则在填料内可滞留的孔洞越多，因此被淋洗出来的时间越长。按此原理，用相关凝胶渗透，可以得到聚合物中分子量分布曲线。配合不同组分高分子的质谱分析，可得到不同组分高分子的绝对分子量。用已知分子量的高分子对上述分子量分布曲线进行分子量标定，可得到各组分的相对分子量。由于不同高分子在溶剂中的溶解温度不同，有时需在较高下才能制成高分子溶液，这时GPC柱子需在较高温度下工作。
碱基的代码和分子量/分子量
Base&&&&&&&& MW
A&&&&&&&&&&&& 312
C&&&&&&&&&&&& 288
G&&&&&&&&&&&&328
T&&&&&&&&&&& 303
DNA的碱基数与分子量的换算/分子量
DNA碱基对（钠盐）的平均分子量&=&650&道尔顿& A260&unit&ds&DNA&=&50&ug/ml&=&0.15&mM&(in&nucleotides)& A260&unit&ss&DNA&=&33&ug/ml&=&0.10&mM&(in&nucleotides)& A260&unit&ss&RNA&=&40&ug/ml&=&0.11&mM&(in&nucleotides)& 双链DNA分子的分子量(道尔顿)&=&碱基对&目×650& 双链DNA分子的末端摩尔数&=&2&×DNA质量（克）/&DNA分子量（道尔顿）& 限制性内切酶酶切后的DNA末端摩尔数：& 环状DNA分子：&2&×&DNA摩尔数×&位点数& 线性DNA分子：&2&×&DNA摩尔数×位点数&+&2&×&DNA摩尔数 1&ug&1000&bp&DNA&=&1.52&pmol&=&9.1&×&1011&molecules& 1&ug&pUC18/19&DNA&(2686&bp)&=&0.57&pmol&=&3.4&×&1011&molecules& 1&ug&pBR322&DNA&(4361&bp)&=&0.35&pmol&=&2.1&×&1011&molecules& 1&ug&M13mp18/19&DNA&(7249&bp)&=&0.21&pmol&=&1.3&×&1011&molecules& 1&ug&λDNA&(48502&bp)&=&0.03&pmol&=&1.8&×1010&molecules 1&pmol&1000&bp&DNA&=&0.66&ug& 1&pmol&pUC18/19&DNA&(2686&bp)&=&1.77&ug& 1&pmol&pBR322&DNA&(4361&bp)&=&2.88&ug& 1&pmol&M13mp18/19&DNA&(7249&bp)&=&4.78&ug& 1&pmol&λDNA&(48502&bp)&=&32.01&ug kb&DNA&=&333个氨基酸的编码量≈&37,000&道尔顿蛋白质& 10,000道尔顿蛋白质≈270&bp&DNA& 50,000道尔顿蛋白质≈&1.35&kb&DNA
万方数据期刊论文
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&&&&&&&&&&&&[转载]DNA 凝胶电泳操作
已有 9057 次阅读
|个人分类:|系统分类:|关键词:DNA,凝胶电泳操作|
|文章来源:转载
实验原理 DNA电泳是基因工程中最基本的技术，DNA制备及浓度测定、目的DNA片段的分离，重 组子的酶切鉴定等均需要电泳完成。根据分离的DNA大小及类型的不同，DNA电泳主要分两类： （1）聚丙烯酰胺凝胶电泳&&适合分离1kb以下 的片段，最高分辨率可达1bp，也用于分离寡核苷酸，在引物的纯化中也常用此中凝胶进行纯化，也称PAGE纯化。 （2）琼脂糖凝胶电泳&&可分 离的DNA片段大小因胶浓度的不同而异，胶浓度为0.5～0.6%的凝胶可以分离的DNA片段范围为20bp～50kb。电泳结果用溴化乙锭（EB）染色 后可直接在紫外下观察，并且可观察的DNA条带浓度为纳克级，而且整个过程一般1小时即可完成。由于该方法操作的简便和快速，在基因工程中较常用。
琼脂糖凝胶 琼脂糖是从琼脂中分离得到，由1，3连接的吡喃型b-D-半乳糖和1，4连接的3，6 脱水吡喃型阿a-L-半乳糖组成，形成相对分子量为104～105的长链。琼脂糖加热溶解后分子呈随机线团状分布，当温度降低时链间糖分子上的羟基通过氢 键作用相连接，形成孔径结构，而随着琼脂糖浓度不同形成不同大小的孔径。表2-1给出了不同浓度凝胶对DNA片段的线性分离范围。
表2-1不同类型琼脂糖分离DNA片段大小的范围
低粘度低熔点
700bp～25kb
500bp～15kb
800bp～10kb
800bp～10kb
250bp～12kb
400bp～8kb
400bp～8kb
150bp～6kb
300bp～7kb
100bp~500bp
10bp～100bp
由于琼脂糖凝胶是通过氢键的作用，因此过酸或过碱等破坏氢键形成的方法常用于凝胶的再溶化，象NaClO4能用于凝胶的裂解，一般的凝胶回收试 剂盒利用的也是这一原理。随着实验技术的发展，也针对不同用途开发了各种类型的琼脂糖凝胶：（1）低熔点琼脂糖凝胶，用于DNA片段的回收，且由 于该种凝胶中无抑制酶，可在胶中进行酶切、连接等；（2）高熔点凝胶，可分离小于1kb的DNA片段，专用于PCR产物的分析；（3）快速凝胶，电泳速度 比普通凝胶中快一倍，可节省实验时间；（4）适用于DNA大片段的分离。（5）其它类型。各生产商还开发很多类型的凝胶，可根据实验要求选择不同类型的， 选择原则是考虑合适的机械强度和熔点。
DNA电泳影响因素 DNA为碱性物质，在电泳（缓冲液pH=8）时带负电荷，在一定的电场力作用 下向正极泳动。而DNA链上的负电荷伴随着DNA分子量的增加而增加，荷质比是一常数，故电泳中DNA的分离类似分子筛效应。电泳中影响DNA分子泳动的 因素很多，主要分两方面：DNA分子特性和电泳条件。 ⑴DNA分子大小&&DNA分子越大在胶中的摩擦阻力就越大，泳动也越慢，迁移速率与线状 DNA分子质量的对数值成反比。 ⑵DNA分子构型&&对于质粒DNA分子即使具有相同分子质量，因构型不同也会造成电泳时受到的阻力不同，最终 造成泳动速率的不同。常规电泳中质粒DNA分子的3种构型泳动速率：超螺旋最快、线状分子次之，开环分子最慢。 ⑶不同的胶浓度&&对于同种 DNA分子胶浓度越高，电泳速率越慢。不同胶浓度对于DNA片段呈线性关系有所区别，浓度较稀的胶线性范围较宽，而浓的胶对小分子DNA片段呈现较好的线 性关系。所以常规实验中对于小片段DNA分子的分离采用高浓度的胶分离（有时甚至用2％的凝胶），而对于分离大片段则用低浓度的凝胶。 ⑷电场强 度&&电泳时为了尽快得到实验结果，所用的电场强度约为5V/cm，这样的场强下虽能得到结果，但分辨率不高。在精确测定DNA分子大小时，应降低电压至 1V/cm。电场强度偏高时电泳分离的线性范围会变窄，电压过高时也会由于电泳中产生的大量热量导致DNA片段的降解。实验中要根据需要选择合适电压，如 对于DNA大片段的分离可适当选择较低电压进行（在Southern杂交中的DNA电泳），避免托尾现象的产生；而对于小分子DNA，由于其在凝胶中的快 速扩散会导致条带模糊，可选用相对较高的电泳以缩短电泳时间。& ⑸溴化乙锭&&简称EB，电泳中的染色剂，具有扁平结构，能嵌入到DNA碱基对 间，对线状分子与开环分子影响较小而对超螺旋态的分子影响较大。当DNA分子中嵌入的EB分子逐渐增多时，原来为负超螺旋状态的分子开始向共价闭合环状转 变，电泳迁移速度由快变慢；当嵌入的EB分子进一步增加时，DNA分子由共价闭合环状向正超螺旋状态转变，这时电泳迁移速率又由慢变快。这个临界点的游离 EB质量浓度为0.1g/ml~0.5g/ml，即电泳时所加的浓度。因此一般电泳可以忽略此因素，而对于特殊电泳，消除此因素影响可采用电泳后染色。 ⑹ 电泳缓冲液&&目前有3种缓冲液适用于天然双链DNA的电泳：TAE、TBE和TPE，其组成及特点见表2.2。一般常用的DNA电泳选用TAE较多，其 电泳时间较快，而且成本比较低，但是其缓冲容量较低，需经常更换电泳液。
表2.2 常用DNA电泳缓冲液
&DNA电泳上样缓冲液 电泳中DNA点样前必须加入一定量的上样缓冲液，主要作用如下：
（1）螯合Mg 2＋，防止电泳过程中DNA被降解，一般上样缓冲液中含10mmol/l的EDTA。 （2） 增加样品密度以保证DNA沉入加样孔内，一般上样缓冲液中加入一定浓度的甘油或蔗糖，这样可以增加样品的比重。而在大片段电泳中采用Ficoll（聚蔗 糖），可减少DNA条带的弯曲和托尾现象。 （3）指示剂监测电泳的行进过程，一般加入泳动速率较快的溴酚蓝指示电泳的前沿，它的速率约与 300bp的线状双链DNA相同。 目前厂商提供的限制性内切酶中都有赠送的上样缓冲液，一般为10&上样缓冲液，DNA样品中仅需加入1/10 的量即可，加入过多的上样缓冲液会造成电泳轻微的托尾现象。DNA电泳上样量的控制 在分析 性电泳中，一般样品投入量达50～100ng/带即可观察到清晰结果，而对于珍贵DNA样品则上样量达电泳的最低分辨率5～10ng/带也可。而对于一定 量的DNA，当电泳时采用较薄的梳子制胶，则电泳时DNA条带相对较窄，观察较清晰；而随着电泳时间的延长，由于DNA分子本身有一定的扩散，电泳条带也 会变浅。
对于染色体DNA的酶切片段包含各种大小的条带，上样量即使超过10mg条带也不会托尾，而单一条带（&10&kb）当上样量超过 200ng就有可能产生托尾现象。
DNA电泳的标准分子量 目前各厂商开发了各种类型的标准分子 量，有广泛用于PCR产物鉴定的小分子Marker，也有常规用的大分子Marker，图2-1为TAKARA公司提供的DNA标准分子量电泳（示意）图
&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&& 图2-1 常用的DNA标准分子量电泳图
2.2&试剂与器材 1.&试剂&&&&&&&&&&& （1）50&TAE电泳缓冲液 242.0g&&Tris 碱 100ml&0.5mol/EDTA（pH=8.0） 57.1ml&&冰醋酸 （2）EB母液（1mg/ml） 称 取一定量的EB溶于无菌水中，室温避光保存 凝胶中浓度为0.5mg/ml EB为强诱变剂，实验中要防止污染 （3）DNA标 准分子量（自制） 片段大小依次为：0.5，1.1，1.6，2.7，3.1，4.1，5.4，9.4和17 单次电泳电样量3～4ml 即可，回收电泳加倍 （4）10&Loading&buffer（pH7.0） EDTA&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&50mM
甘油&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&&60% Xylene&Cyanol&FF（W/V）&&&&&0.25%
Bromophenol&Blue（W/V）&&&&0.25% （5）无菌双蒸水 （6）琼脂糖 & 2.&器 材 （1）eppendorf管 （2）枪头 （3）移液器 （4）电泳槽 （5）电泳仪 （6） 微波炉 （7）电泳板和梳子 （8）紫外投射分析仪 （9）数码相机（带紫外滤色镜和近射镜）
实验步骤 (1)&用1&TAE&Buffer按照被分离DNA分子的 大小配制一定浓度(0.7%)的琼脂糖凝胶50ml，在微波炉中加热至琼脂糖溶解。 (2)&待溶液冷却至50℃左右，加入溴化乙锭（贮存 液:&用水配制为1mg/ml）至终浓为0.5mg/ml充分混匀。 (3)&用透明胶封固玻璃板两头，在距底板0.5~1.0mm的位置上放置 梳子，将温热的琼脂糖凝胶倒入胶模中，凝胶厚度在3~5mm之间。 (4)&在凝胶完全凝固后，撕去透明胶，小心地将玻璃板移至装有1&TAE缓 冲液的电泳槽中，轻轻地拔去梳子，且使缓冲液没过胶面约1mm。 (5)&DNA样品与10&Loading-buffer(含有溴酚蓝和甘油等 物质)混合后，用微量取样器慢慢将混合物加至样品槽中。 (6)&盖上电泳槽并通电，使DNA向阳极（红线）移动，采用电压为80～100V。 (7)&溴 酚蓝在凝胶中移出适当距离后切断电流，取出玻璃板，在紫外灯下观查凝胶。 （注：对于DNA片段回收的电泳一般建议采用0.6%低浓度的凝胶，而 且采用的电泳液需第一次使用，电泳槽要洗净）
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