第十一章 做实验被动物针头扎了實验基本技术

内容提要： 做实验被动物针头扎了实验是生命科学研究的基本手段 是药物安全性评价的必要途径。 熟练的做实验被动物针頭扎了实验操作技术和技巧是顺利完成做实验被动物针头扎了实验并取得准确、可靠结果的 保证。本章详细介绍了实验做实验被动物针頭扎了的保定技术、麻醉方法、给药途径和方法、样本 的采集方法以及试验结束如何人性化处理实验做实验被动物针头扎了等技术措施 旨在为从事做实验被动物针头扎了 实验相关人员提供系统的良好操作规范。 关键词：保定；标记；麻醉；采血；安乐死 做实验被动物针頭扎了实验是根据研究目的,恰当地选用标准的实验做实验被动物针头扎了品种、 品系,进行各种 科学实验,观察和记录做实验被动物针头扎了嘚反应过程或反应结果, 以探讨或检验生命科学中未 知因素的专门活动。生物医学的每一次重大发展与进步几乎都与做实验被动物针头扎叻实验息息 相关。现代医学各领域中许多最重要的进步都是以做实验被动物针头扎了实验研究与探索为基础 的对新药进行药效和安全性評价时，需要借助做实验被动物针头扎了实验；对新出现的疾病需要 做出对策时 做实验被动物针头扎了实验有时是关键的决定因素。 因此做实验被动物针头扎了实验已成为医学、 药学、 生物学、畜牧学、兽医学等生命科学研究的基本手段之一尽管在不同领域有不 同的目嘚和应用，但其中所涉及的做实验被动物针头扎了实验基本操作技术和实验方法是相通的 因此研究人员掌握基本的做实验被动物针头扎叻实验技能是实验成功的前提与保证。

第一节 做实验被动物针头扎了实验前的准备

为 6 号右前腿部记为 7 号，右侧腰部记為 8 号右后腿部记为 9 号，不涂色的 为 10 号用单一颜色可标记 1-10 号。如果做实验被动物针头扎了数量超过 10 只可用两种颜色 共同标记，即一种顏色代表十位另一种颜色代表个位，这样可标记到 99 号 我们在工作中常用另一种染色法进行标记做实验被动物针头扎了。 此法的编号原則为编号顺序 按顺时针旋转头顶部记为 1 号，右前肢记为 2 号右侧腰部记为 3 号，右后肢 记为 4 号尾根部记为 5 号，左后肢记为 6 号左侧腰部記为 7 号，左前肢记为 8 号背部记为 9 号，不标号记为 10 号；当标记 10 只以上的做实验被动物针头扎了时要求后面的 数字永远大于前面的数字如囿 23 号、46 号、79 号、123 号等，而没有 32 号、 64 号、97 号、321 号等例如，用苦味酸在右后肢涂上斑点再在左后肢涂上 斑点，即代表 46 号此种编号方法只需一种染液即可标记数量较多的做实验被动物针头扎了。 （二）穿耳孔法 穿耳孔法是用做实验被动物针头扎了专用耳孔器在做实验被动物針头扎了耳朵的不同部位打一小孔或打成缺口 来表示一定号码的方法 这种编号方法适用于长期实验及体毛颜色较深不易着色 的做实验被動物针头扎了。打孔原则为左耳代表十位数右耳代表个位数。应用打孔法时常用消毒 滑石粉涂抹在打孔局部以防止孔口愈合。 （三）剪趾法 剪趾法是将小鼠左右前肢或左右后肢脚趾按不同排列方式代表不同的数字 而进行标记的方法一般习惯从左向右第一趾为 1 号，第二趾为 2 号第三趾为 4 号，第四趾为 7 号若第一、二趾同时剪去为 3 号；若第一、四趾同时剪去则 为 8 号，以此类推右脚表示个位数，左脚表示┿位数可从 1 号编至 99 号。 若再配合穿耳孔法左耳表示千位，右耳表示百位数可编至 9999 号。剪趾编 号方法的优点是各种毛色的小鼠都适用避免了黑色、棕色等小鼠用染色法标记 不易分辨的缺点。但此法的不足之处在于小鼠脚趾剪去太多，容易因失血过多 导致健康状况不良影响实验结果。一般剪趾后应用干棉球止血后，再用碘酒 消毒即可 （四）挂牌法 一种挂牌法是指用金属等制作的标牌，写上编号掛在实验做实验被动物针头扎了的颈部、耳朵 等部位这种编号方法适用于猫、犬、猪、鸡等大做实验被动物针头扎了的标记。但挂牌可能使动 物感到不适会用前爪搔抓号牌而使耳等部位损伤。另一种挂牌法是指将分组编 号写在卡片上挂在做实验被动物针头扎了饲养笼外。挂牌法简单、易识别、标记做实验被动物针头扎了数量不受限 制 （五）挂腿圈法 挂腿圈法首先将号码冲压在圆形或方形金属牌上， 金属牌常用不生锈的铝板 制成或者可使用市售的打好号码和记号的铝制牌。然后将金属薄片固定在拴腿 的皮带圈上 将此圈固定在做实驗被动物针头扎了的腿的上部。 此法适用于鸡等禽类的编号 简便、 实用。

烙印法是用烙印钳将号码烙压在大、 中型做实验被动物针头扎叻无体毛部位或明显部位 如耳、 面部、鼻部、四肢等，然后用酒精为溶剂的染料涂布需要注意使用此法编号时 烙号部位的污染问题，應预防感染 （七）针刺法 针刺法是采用人工针刺号码打号，然后涂以酒精黑墨即可可用于在家兔、 犬等的耳部进行标记。目前有市售莋实验被动物针头扎了专用打号器原理与此相同，带有不同数 字和符号的针刺字号可根据需要选择使用 （八）剪尾法 剪尾法是将做实驗被动物针头扎了尾尖部剪去，一般用于大鼠、小鼠的分组但仅限于将两组 做实验被动物针头扎了区分开，无法给每只做实验被动物针頭扎了编号需要指出的是若需进行尾尖取血，此法不适 用 （九）剪毛法 剪毛法是将做实验被动物针头扎了背部的被毛用剪刀剪去，用於标记此法编号标记清楚、可 靠，便于试验人员观察常用于大中型做实验被动物针头扎了的编号。 做实验被动物针头扎了的编号方法雖然有一定的原则及规范但在实际工作中需灵活应用，有 时常常两种编号方法互相配合使用如运用染色法对每只做实验被动物针头扎叻进行编号后，再用 挂牌法标记分组情况挂在笼子外面。而编号也不仅仅局限于上述 9 种方法在 确保编号清晰、简便、耐久、适用的前提下，根据具体实验的特点实验者可因 地制宜的给做实验被动物针头扎了编号。 二、 实验做实验被动物针头扎了的分组 （一）随机分组嘚原则及方法 做实验被动物针头扎了编号后通常需要根据实验要求进行分组。做实验被动物针头扎了随机分组一般使用随机 数字表或用計算器产生随机数字来进行随机数字表的使用方法如下：如从某群 体中需要抽取 10 个个体作为样本，可以随机在随机数字表上定一点假萣落在 16 行 17 列的数字 76 上，那么可以向上或向下或向左或向右依次找到 42、22、 98、14、76、52、51、86，把包括 76 在内的这 10 个号的个体按号作为样本作 为研究总体的依据。使用计算器产生随机数时当按下 RND 键时，随机数产生 产生的随机数值是 0.000—0.999。显示的数前两个小数位用作一个样本个体 洳产生的随机数是 0.288,表明第 28 个数据作为一个样本个体，重复按键操作 直至产生所需的样本大小。 产生随机数字后随机分组根据所分组数來确定，以分三组为例介绍分组 方法。 如现有新西兰雄性家兔 12 只 按体重从小到大依次编为 1， 3 2， ......12 号分为一、二、三共 3 个组。假设所萣的点是随机数字表第 40 行 17 列的 08 则从 08 开始，自左向右写 12 个随机数字：

家兔编号：1 12 随机数字：08 10 除 3 余数：2 1 组别 一 调整组别：二 ：二

以 3 除各随机數字若余数为 1，则该兔归一组；余数为 2归入二组；余 数为 0，归入三组结果一组为 4 只，二组为 3 只三组为 5 只。三组多一只调 入二组方法同上。仍采用随机方法从 10 后面接着写，为 61除以 5，余数 为 1则将第一个三组的兔，即第 2 号兔调入二组调整后各组兔的编号为： 组別 一 二 三 3 1 5 兔的编号 9 2 7 10 4 8 12 6

若将做实验被动物针头扎了随机分为四组或更多的组，分组原则基本一致 （二）分组的注意事项 做实验被动物针头扎叻随机分组的要目的在于使某实验中的某主要指标平均分配到各个组中， 如某减肥茶的减肥效果实验做实验被动物针头扎了的体重是此實验中主要的观察指标，因此随机 分组后各组的平均体重应趋于一致。 为确保实验结果具有统计学意义 实验分组时应注意各组做实验被动物针头扎了的数量不可太 少，一般需进行统计学处理的实验数据各组做实验被动物针头扎了至少不可少于 6 只，若再考虑 到实验过程Φ出现意外等情况做实验被动物针头扎了数量还需适当增加。 实验分组时还应考虑到做实验被动物针头扎了性别的影响如果条件允许，可选择雌雄各半进 行实验但应保证雌雄做实验被动物针头扎了的实验数据均应具有统计学意义；若条件不允许，考 虑到雌性做实验被動物针头扎了的生理因素选择雄性做实验被动物针头扎了进行实验为好，但必须使用雌性做实验被动物针头扎了进 行的实验除外 三、實验做实验被动物针头扎了被毛的去除 （一）剪毛法 剪毛法是做实验被动物针头扎了实验中被毛去除中最常用也是最基本的方法。如外科掱术时 需剪毛；犬前肢内侧头静脉取血时需剪毛。剪毛时用剪毛剪紧贴皮肤依次将毛 剪去。剪毛时不可用手提着皮毛剪否则易剪破皮肤，而且剪毛前剪毛部位不可 消毒剪下的毛应放入一盛有清水的固定容器中，以免剪下的毛乱飞 （二）剃毛法

大做实验被动物针头紮了做慢性手术，豚鼠等做皮肤过敏实验时常会采用剃毛法剃毛前，可 先用温肥皂水将毛发浸湿再用剃毛刀剃毛。目前一般采用电动剃毛刀需逆被 毛方向剃毛。剃下的毛也应放入盛有水的固定容器中 （三）拔毛法 拔毛法是用拇指、食指将所需部位被毛拔去，家兔进荇耳缘静脉注射时常用 此法 （四）脱毛法 大做实验被动物针头扎了做无菌手术或观察局部病理变化时常用脱毛法。 脱毛法指采用化学脱 毛剂将做实验被动物针头扎了需进行实验部位的毛脱去 脱毛剂一般主要由硫化钠或硫化钡加滑石 粉等成分配制而成，另外也可使用市售嘚脱毛剂脱毛时，脱毛部位的被毛先用 剪刀剪短用大小适中的棉球或纱布块蘸脱毛剂在脱毛部位涂成薄层，2-3min 后 用镊子轻轻刮除脱毛劑， 用温水洗去该部位脱下的毛 然后用纱布将水擦干， 涂抹一层甘油若脱毛剂在皮肤上停留时间过长，脱毛后可能导致皮肤红肿 常鼡的脱毛剂配方： （1） （2） （3） （4） 硫化钠 3g、肥皂粉 1g、淀粉 7g，加水适量调成糊状 硫化钠 8g、淀粉 7g、糖 4g、甘油 5g、硼砂 1g，加水 75ml 硫化钠 8g、溶于 100ml 沝中。 以上三种脱毛剂配方适用于家兔、大鼠、小鼠等小做实验被动物针头扎了的脱毛 硫化钠 10g、生石灰 15g，溶于 100ml 水中此配方适用于犬等夶做实验被动物针头扎了的 四、实验做实验被动物针头扎了的抓取和固定 实验人员在进行做实验被动物针头扎了实验时，必须以正确和适宜的方式抓取做实验被动物针头扎了禁止对动 物采取突然、粗暴的抓取方法，以免实验人员被做实验被动物针头扎了咬伤或造成做实验被动物针头扎了呼吸困难、 体温升高、组织损伤甚至死亡抓取与固定做实验被动物针头扎了应充分了解做实验被动物针头扎了的生活习性并根 据其习性采用相应的抓取固定方法。抓取操作时先慢慢友好地接近做实验被动物针头扎了注意观 察其状况，待做实验被动物针头紮了安静下来时方可抓取抓取过程中应小心仔细、大胆敏捷，不 可犹豫不决动作应准确、熟练、温柔，以正确的方法确实达到抓取和凅定做实验被动物针头扎了 的目的必要时实验人员可戴上手套等防护用具。由于不正确的抓取和固定方法 可能导致做实验被动物针头扎叻体内某些生理、生化指标的改变因此正确的抓取和固定方法是动 物实验成功与否的最基本要素。 （一）小鼠的捉取与固定 小鼠性情比較温顺一般不会主动咬人。在小鼠较安静时打开鼠笼盖一般 情况下用右手在靠近鼠尾尾根部捏住并将其提起，放在较粗糙的平面或鼠籠盖 上轻轻地向后拉鼠尾，当其向前爬行时用右手拇指和食指捏住小鼠颈部皮肤 脱毛。

和两耳捏住的皮肤要适量，太多太紧小鼠会窒息太少太松小鼠会回头咬伤实 验者。 捏住后翻转右手 掌心向上， 将鼠体置于右手掌心中 左手拉住小鼠尾部， 用左手无名指或小指壓紧尾根使小鼠身体成一条直线（图 10-2） 。此种抓取固 定方法适用于肌肉注射、腹腔注射、灌胃等操作

取尾血或进行尾静脉注射等操作需使用特定的固定装置， 即将小鼠的身体固 定而尾部充分暴露出来。 如进行外科手术、心脏采血、解剖等操作需使用固定板进行固定。固定板 可以是根据实际情况自制的泡沫板、木质板、蜡板等

（二）大鼠的抓取与固定 大鼠牙齿较为尖锐，抓取时要小心不可粗暴，防止被其咬伤实验者在抓 取大鼠时，可戴帆布或硬皮质手套作为防护但徒手操作时手掌的温暖可使大鼠 变得温顺，很快停止挣扎从鼠笼中取出大鼠时，需抓住大鼠尾根部不能抓尾 尖，也不能让大鼠悬在空中的时间过长否则易导致尾部皮肤脱落，并易使实验 者被大鼠翻转咬伤将取出的大鼠放在鼠笼盖上，轻轻向后拉鼠尾当大鼠向前 爬行时， 一般情况下 张开左手， 迅速将拇指和食指插入大鼠的腋下 不要过紧， 其余三指及掌心握住大鼠身体中段将其拿起，翻转为仰卧位然后调整左手拇 指的位置，紧抵在下颌骨上右手可进荇腹腔注射等操作。进行腹腔注射或肌肉 注射时还可借助卵圆钳进行固定的方式即用有齿卵圆钳夹住大鼠头颈后部皮 肤，持钳手同时抓住鼠尾将鼠尾向钳柄部拉，使钳与鼠背平直将鼠一侧后肢 同样用持钳手抓住，即可进行操作 若取尾血或进行尾静脉注射操作时，将夶鼠固定在特定的固定器中固定装 置与小鼠相似。进行外科手术或解剖等操作时须使用固定板，固定板的制作方 法同小鼠但固定板媔积应加大。除此之外根据实验的需要，如进行颅脑部位

的实验操作可用立体定位仪进行固定。 （三）豚鼠的抓取与固定 豚鼠性情温順一般不咬人。抓取时不能粗暴，更不能抓腰腹部这样易 造成肝破裂而引起死亡。 抓取幼小的豚鼠时 可用双手捧起。 抓取较大的豚鼠时 可将手轻轻地伸进笼子，先用手掌扣住豚鼠的背部抓住其肩胛上方，将左手张 开用手指抓住颈部慢慢将其提起。怀孕或体重較大的豚鼠应用右手托起臀部 （图 10-4） 。在实验过程中豚鼠会不停的挣扎，操作者的手会越握越紧易导 致做实验被动物针头扎了呼吸困难，甚至死亡如果用纱布将豚鼠头部轻轻包起，或把豚鼠置于实 验台上 操作人员轻轻扶住豚鼠， 让其头钻到实验人员腋下 然后进荇实验操作， 效果更好

图 10-4 豚鼠的抓取及固定

另一种抓取豚鼠的方法是把左手的食指和中指放在颈背部的两侧， 拇指和无 名指放在肋部汾别用手指夹住左右前肢，抓起来然后翻转左手，用右手的拇 指和食指夹住右后肢用中指和无名指夹住左后肢，使鼠体伸直成一条直線也 可坐下来，把用右手拿着的豚鼠的后肢夹在大腿处用大腿代替右手夹住。用固 定器固定豚鼠方法与大鼠相同 （四）家兔的抓取與固定 家兔一般不会咬人，但爪较锐利抓取时，家兔会使劲挣扎要特别注意其 四肢，防止被其抓伤抓取家兔时，应轻轻打开兔笼门待其呈安静状态时，一 般以右手伸入笼内（图 10-5） 抓住颈部的被毛和皮肤，轻轻把做实验被动物针头扎了提起把兔 轻拉至笼门口，左掱托起兔的臀部把兔子从笼子里拿出来（图 10-6） 。应特别 注意不可只抓提兔的双耳、双腿、腰部或背部皮毛以防造成耳、肾、腰的损伤 忣皮下出血。

在进行腹腔或肌肉注射时可由助手用一只手抓住兔颈背部皮肤，另一只手 抓住兔的两后肢将兔固定于实验台上，操作者鈳进行注射操作若进行兔耳缘 静脉给药或采血时使用兔盒式固定器，此种固定器将兔身体牢牢固定住，而耳 朵充分暴露出来便于操莋者操作（图 10－7） 。若进行心脏采血、测量血压、 手术等操作可用兔固定板固定，即四肢拉直固定在台四周的固定夹上头也以 固定夹凅定（图 10－8） 。

图 10-7 北岛式固定 （五）犬的抓取与固定

图 10-8 兔固定板固定

犬性情凶猛、咬人但通人性。如果犬在做实验被动物针头扎了实验湔曾与实验人员有接触 受过驯养调教，抓取保定就比较容易受过驯养的犬或实验用比格犬的抓取保定 有犬站立、犬蹲位或侧卧位时不哃的保定方法。犬站立保定时保定者将一只胳 膊置于犬颈下，以使前臂能安全固定住犬的头部将另一只胳膊置于犬腹下或胸 下，保定時将犬向实验人员胸部拉近（图 10－9）犬蹲位保定时，保定者同样 将一只胳膊置于犬颈下将另一只胳膊绕在犬的后躯固定（图 10－10）。犬側 卧保定时当犬站立时，从其背部一手抓住两前肢另一只手抓住两后肢。将两 只手的食指夹住所抓两犬腿之间慢慢使犬腿离开桌面戓地面，并使其身体背对 着抓取者本人而朝侧卧的方向慢慢倾斜。保定者前臂靠近犬头部并用力压犬头 部的一侧以限制犬头部的活动。如可能在近腕骨和跗骨处抓住犬腿（图 10

图 10－9 犬的站立保定

图 10－10 犬的蹲式保定

抓取保定比较凶猛的犬时，应使用特制的长柄犬头钳夹住猋颈部注意不要 夹伤嘴或其他部位。夹住犬颈后迅速用链绳从犬夹下面圈套住犬颈部，立即拉 紧犬颈部链绳使犬头固定再用 1 米长的繃带打一活套，从犬的背面或侧面将活 套套在其嘴面部迅速拉紧活套结，将结打在颌上然后绕到下颌打一个结，最 后将绷带引至颈后蔀打结固定（图 10-12）麻醉后用绷带捆住犬的四肢，固定 在实验台上头部用犬头固定器固定好后，就可解去嘴上的绷带以利犬呼吸和 实驗人员观察，这时可以进行手术等实验操作 若进行灌胃等操作，可将已驯服的犬拉上固定架上将犬头和四肢绑住，再 用粗棉带吊起犬嘚胸部和下腹部固定在架的横梁上。

图 10－11 犬的侧卧保定 (六)猫的抓取与固定

抓取未经驯服的猫时应谨慎打开猫笼后，可先用一只手由头臸颈部轻轻抚 摸抓住肩背部皮肤，将猫从笼中拖出来用另一只手抓住腰背部皮肤即可。抓 取已驯服的猫时伸手入笼抓猫肩背部的皮膚将其提出，另一只手抓住其前肢并 托住猫然后将其夹在腋下。无论是未经驯服的猫还是已经驯服的猫都应注意猫 爪较为锐利可能会傷及操作者。实验操作需用固定器固定猫时,方法基本同兔

（七）猴的抓取与固定 (1)猴房内或露天大笼内捕捉采用捕猴网进行捕捉，捕猴网昰用尼龙绳编织 成的网袋 网孔直径以不超过 3cm 为宜， 网口系在直径 50cm 大小的钢筋圈上 （钢 筋直径约 1cm）捕猴网连有 1.5m 长的木柄。捕捉时动作要迅速准确不要损 伤头部及其他要害部位。猴入网后将圈网按在地上，紧紧压住猴头或抓住颈后 部（以防回头咬人）再将猴双前肢反褙于猴的身后，捉住后将猴由网中取出 在捕捉凶猛的雄猴时应戴上防护皮手套，并需 2-3 个人紧密配合 (2)笼内捕捉猴笼设计成笼的后壁可向湔滑动，捕捉时拉动杠杆使笼的后 壁向前滑动，将猴夹在笼的前后壁之间随即将猴的双前肢从笼隙拉出笼外并紧 紧握住，使猴更加固萣另一人戴上防护手套推开笼门，抓住猴头然后小心地 将双前肢反背于猴的身后，由笼中提出猴子树鼩 的抓取可抓住尾部提取（图 10-13）。 （3）固定椅固定,猴固定椅基本上是由头枷和坐椅构成坐椅可升降，头枷可 固定猴头固定椅外型与尺寸见图 10-14。固定椅可根据猴体型嘚大小随意旋转 升降杠调整椅子的高低；猴头枷上颈孔的大小可根据猴脖子的粗细作调整固定 后猴的头部与身体以枷板分开，操作者可避免被咬伤和抓伤枷板同时又是工作

图 10－13 猴的抓取固定 （八）小型猪的抓取与固定

体型较小的猪采用抱住胸部或双手捉起两后肢的方法捉拿。体型较大的猪 则一人从背后紧抓猪的两耳将其提起，使其臀部着地两腿膝部合拢将其躯干夹 住。也可以使用布固定架和木头固萣架 （九）鸡的抓取与固定 4 周龄的鸡用手轻轻抓住背部便可保定。保定成年鸡时左手经胸前伸到腹 下拇指、食指和中指分别夹住两脚，手掌贴住胸部右手经后方伸至背部，保 定两翼还可用毛巾将做实验被动物针头扎了裹住后即达到固定的目的，将鸡放于实验台上即鈳进

行操作若由助手一手握着两翼根部，一手握着两爪将做实验被动物针头扎了固定好操作者可进 行注射、采血等操作。 （十）羊的抓取和固定 1．站立保定：保定时双手抓住羊两角骑跨羊身，以大腿内侧夹住胸壁即可 保定（图 10－15） 如当羊后退时，可利用堵墙或墙角阻止 2．卧位保定：保定者俯身从对侧一手抓住两前肢系部或抓住一前肢臂部，另 一手抓住腹肋部膝襞处扳倒羊体然后改抓两后肢系部，前后一起按住如需要 可用粗棉绳捆绑四肢（图 10－16） 。

第二节 实验做实验被动物针头扎了的麻醉

实验做实验被动物针头扎了的麻醉是指鼡物理或化学的方法 使做实验被动物针头扎了全身或局部暂时痛觉消失 或痛觉迟钝，以利于进行实验麻醉的目的是使做实验被动物针頭扎了产生制动、镇静和镇痛，并 保证实验做实验被动物针头扎了的安全从而满足做实验被动物针头扎了实验研究的需要。同时因某些实验做实验被动物针头扎了性 情较粗暴，易伤及实验者也需实施麻醉处理。此外从遵循实验做实验被动物针头扎了的“3R” 原则的角喥出发，实施实验做实验被动物针头扎了麻醉是应采取的必要措施 实验做实验被动物针头扎了种类繁多、体格相差悬殊，解剖生理各异实验目的的不同，因此 麻醉方法和麻醉用药各不相同 一、 麻醉前的准备 对于需要麻醉的做实验被动物针头扎了实验，麻醉的成功与否昰至关重要的而麻醉前的准备 工作是必不可少的一个环节。 （一） 做实验被动物针头扎了的准备

做实验被动物针头扎了应禁食大做实驗被动物针头扎了需禁食 10h-12h。在麻醉之前应准确称量做实验被动物针头扎了体重 （二） 麻醉剂的准备 检查所选用的麻醉剂的质量、数量、濃度，以及预防麻醉过深所选用的急救 器材、药品是否准备齐全需考虑麻醉剂的纯度问题，同种麻醉剂不同纯度其 麻醉效果往往差别較大。在寒冷冬季麻醉剂在注射前应加热至做实验被动物针头扎了体温水平。 （三）麻醉剂量和麻醉方法的准备 麻醉的剂量应准确计算但是由于做实验被动物针头扎了个体之间的差异，对药物的耐受性不 同体重与所需剂量并不成正比，一般说衰弱和过胖的做实验被动粅针头扎了其单位体重所需剂 量较小。故文献等资料提供的剂量仅供参考切记不可盲目照搬。有条件最好做 预实验从而确定麻醉剂量。 二、常用麻醉药 （一）挥发性麻醉药 挥发性麻醉药包括氧化亚氮、氟烷、甲氧氟烷、安氟醚和异氟醚、地氟醚、 乙醚、氯仿等 （二）非挥发性麻醉药 非挥发性麻醉药包括全身麻醉药和局部麻醉药。 1．全身麻醉药： （1） 静脉麻醉药硫喷妥钠、安定、咪唑安定、氯胺酮、普尔安、羟丁酸 钠、安泰酮等。 （2） 肌肉松弛药琥珀胆碱、管箭毒、爱肌松、卡肌松等。 （3） 镇痛药吗啡、哌替啶、芬太尼、纳洛酮、杜冷丁等。 （4） 镇静催眠药苯巴比妥钠、异戊巴比妥钠、戊巴比妥钠、速可巴比妥 （速可眠）等。 （5） 神经安定药氯丙嗪、异丙嗪、乙酰丙嗪、利血平等。 2．局部麻醉药 因等 （三）常备急救药 1．抗副交感神经药：阿托品、东莨菪碱等。 2．升压药：肾上腺素、去甲腎上腺素、异丙肾上腺素、麻黄素、多巴胺等 3．中枢兴奋药：可拉明、咖啡因、回苏灵等。 三、常用的麻醉方法 可卡因、普鲁卡因、地鉲因、利多卡因、布比卡因、氯普鲁卡

（一）全身麻醉方法 1．吸入麻醉 ：吸入麻醉是将乙醚、氯仿等挥发性麻醉剂由做实验被动物针头扎叻经呼吸道吸 入体内而产生麻醉效果的方法吸入麻醉通常适用于麻醉时间较短的做实验被动物针头扎了实 验或用作基础麻醉或注射麻醉嘚辅助麻醉。

图 10-17 小鼠的吸入麻醉

图 10-18 豚鼠的吸入麻醉

(1)大鼠、小鼠、豚鼠的吸入麻醉吸入麻醉一般需借助麻醉罐进行，常用 的麻醉罐大多为透明带盖的容器大小根据做实验被动物针头扎了体积而定。将做实验被动物针头扎了放入含有吸附 乙醚等挥发性麻醉剂的棉球或纱布的麻醉罐中盖好盖子，观察做实验被动物针头扎了的行为动 物即刻出现兴奋、继而出现抑制，随即自行倒下（图 10-17、图 10-18） 当做实验被动粅针头扎了 角膜反射迟钝、肌肉紧张度降低时，即可取出做实验被动物针头扎了 (2)家兔、猫的吸入麻醉。麻醉方法基本同大、小鼠将做實验被动物针头扎了投入麻醉罐中 后约 1-2min，从做实验被动物针头扎了后腿依次出现麻痹现象随后失去运动能力，这表明做实验被动物针头紮了 已进入麻醉状态约 4-6min 可将做实验被动物针头扎了麻醉。当发现做实验被动物针头扎了倾斜后仍不能站立则 说明已进入深度麻醉期，需立刻取出做实验被动物针头扎了 (3)猪、犬的吸入麻醉。首先将猪、犬嘴用绳绑牢固然后根据做实验被动物针头扎了的大小， 选择合适嘚麻醉口罩 将纱布置入口罩内， 加上乙醚等挥发性麻醉剂 如麻醉犬， 一人用手固定犬的前肢及后肢另外一人用膝顶住犬的胸颈部，┅手捏住头颈 一手将麻醉口罩套在犬嘴上。开始麻醉时麻醉剂的用量可以多些，之后逐渐减 少做实验被动物针头扎了吸入乙醚等挥發性麻醉剂后，开始处于兴奋状态出现挣扎，呼吸不规 则随后做实验被动物针头扎了的呼吸逐渐平稳，肌肉紧张度逐渐消失角膜反射迟钝，对皮肤刺 激无反应这说明猪、犬已进入麻醉状态，去除猪、犬嘴绑绳开始实验（图 10-19） 。 最常用的吸入麻醉剂为乙醚 但做实驗被动物针头扎了吸入乙醚后可能发生窒息。 若发生窒息 应暂停吸入乙醚，待呼吸恢复正常后再实施吸入麻醉

图 10-19 小型猪气管麻醉

图 10-20 小型猪吸入麻醉

2．注射麻醉：注射麻醉法是使用非挥发性全身麻醉药进行麻醉的方法。注 射麻醉方法简便麻醉时间较长，适用于需长时间麻醉的做实验被动物针头扎了实验一般采用静 脉注射、腹腔注射、肌肉注射等方法进行麻醉。兔、猫、犬、猪等大做实验被动物针头扎叻常采用 静脉注射、肌肉注射的方法进行麻醉；小鼠、大鼠、豚鼠等小做实验被动物针头扎了常采用腹腔注 射的方法常用麻醉药的剂量忣注射途径见表 10-1。但实际工作中影响麻醉效 果的因素很多包括做实验被动物针头扎了的品系、年龄、环境条件、麻醉剂的纯度、操作人員的 技术熟练程度等等，因此表中的数据仅供借鉴参考不可盲目照搬。例如同种动 物的不同品系对同一麻醉剂的耐受性是有区别的 而哃种做实验被动物针头扎了同种品系在不同的 环境条件下使用同一麻醉剂的麻醉效果也可能是不同的。 表 10-1

实验做实验被动物针头扎了常用麻醉药的剂量及注射途径

牛犊 成年牛 山羊 （绵羊）

I.V.为静脉内注射； I.P.为腹膜内注射;

皮下注射 注射麻醉法麻醉时，给予麻醉药后做实验被动物针头扎了即倒下，全身无力反应消失，表 明已达到适宜的麻醉效果是进行手术的最佳时期。若做实验被动物针头扎了四肢开始抖动表明 接近苏醒，若手术尚未完成需及时将含有乙醚等挥发性麻醉剂的麻醉瓶放在动 物口、鼻处，给予辅助吸入麻醉直至手术完成。若实验过程中做实验被动物针头扎了发生抽搐 等症状，说明麻醉过深可能是死亡的前兆，需立刻进行急救处理 3．气管内插管麻醉：气管内插管麻醉是将一特制的导管置入做实验被动物针头扎了嘚气管内， 建立一人工的通气管通过这一气管内导管进行麻醉的方法。此麻醉方法的优点 在于无论任何手术体位都可使做实验被动物针頭扎了保持呼吸道通畅；可防止异物进入呼吸道也 便于清除气管内的分泌物；便于给氧吸入和辅助呼吸；能主动地对做实验被动物针头紮了重要的生 理功能指标进行监测、调整和控制，为实验创造最佳工作条件 气管内插管麻醉做实验被动物针头扎了，不同的实验做实验被动物针头扎了气管内插管喉镜也不相同。犬使用 的是 1-4 号 Macintosh 或 Soper 喉镜片猫使用的是 1 号，绵羊为 2-4 号家兔 使用 0-1 号的 Macintosh 喉镜片。虽然体重较大的豬的麻醉喉镜片需要特制但 一般使用的型号是 1-3 号的 Soper 喉镜片或 1-4 号的 Macintosh 喉镜片。 气管插管前应事先了解做实验被动物针头扎了咽喉部结构，熟悉这一区域的解剖关系特别 是软腭和会厌。此外气管导管的大小、长短要合适。由于市售导管太长应裁 剪至鼻孔到胸骨上凹的距離。如果准备使用外径小于 4mm 的细管最好使用不带 气囊的管子，这样就可以插入尽可能粗的导管插管时气管导管外壁可涂上少许 利多卡洇凝胶。做实验被动物针头扎了的麻醉诱导深度应足够消除咳嗽和吞咽反射有时要求浅麻 醉插管，但插管技术必须熟练 （1）猪的气管插管麻醉。猪的插管难度在于暴露喉部困难固定做实验被动物针头扎了于仰 卧位，充分伸展头颈部拉出舌头，但要防止被牙齿损伤特别是雄猪的犬牙。 如果使用导丝插管会容易些。导丝是一种放在导管内的铜管丝作用是强化导 管并使之更容易直接抵达喉部。使用市售的导丝它的前端软且无创。紧急情况 下也可由一端长短合适的铜线代替，但这样可能增加喉损伤的可能性 喉镜在舌面上向前推進，必要时用导丝的末端向下推软腭进而和会厌分开 到达喉部时，喷洒利多卡因将导管和导丝轻柔地插至喉部，拔除导丝导管继 续湔进，这时喉壁常会阻挡导管的前进当这种情况发生时，微退导管旋转

90o角重新进入，这一过程应反复多次直至无阻力感（图 10-20） 任何凊况下均 不应将导管强行推入喉部，因为这可能导致严重的创伤、出血以及继发窒息 （2）羊、犬、猫的气管插管麻醉。做实验被动物针頭扎了斜卧位由助手将下颌尽量拉开。拉 出舌头喉镜在舌面上向喉部推进。喉部通常被会厌盖住用喉镜片末端向上轻 提软腭，使会厭前移暴露喉部猫和羊插管时喉部应喷局麻药，以防喉痉挛可 用小喷洒器、注射器、细的套管针喷洒局麻药，但最好使用削掉针尖的 25G 針头 的一次性胰岛注射针喉部暴露完毕，将导管插入气管内连接上麻醉机，导管 气囊充气后用 1cm 宽的胶布将导管固定至做实验被动物針头扎了的下颌。此时最好用手控通气 观察两侧胸壁的呼吸活动度，防止导管深入至一侧支气管同时还了解气道的阻 力。阻力增加提礻导管打折或者靠近气管分叉而引起的部分阻塞如果定位不太 确定，应听诊两肺呼吸音是否对称 （3）家兔的气管插管麻醉。将兔侧卧、抓紧并伸展头部同时将头部上提至 前肢刚好触及台面。此时将导管从舌面上轻轻地推进至喉部操作者从导管后端 辨听呼吸音，如果使用的是聚乙烯导管还可观察导管内壁有无呼出冷凝雾。呼 吸音强或者有冷凝气雾均提示导管接近喉部当兔吸气时，将导管轻柔地推進 没有进入喉部的标志是： 呼吸音消失， 无冷凝气雾 这时应退出导管， 重新操作 该方法无法向声带喷洒局麻药防止喉痉挛，但技术較易掌握特别是对于 3kg 以上的家兔。 （4）鸡的气管插管麻醉鸡的插管相对容易，因为鸡的气道开口比哺乳类靠 前打开鸡嘴，气道的开ロ在舌根部将舌头拉出以辅助插管。鸡的导管可用婴 儿导管导管应是无气囊型的，因为鸡有完整的气管软骨环气囊的使用可使气 管粘膜受压后坏死。 （5） 大鼠、小鼠的气管插管麻醉大鼠、小鼠进行气管插管相对较为困难， 特别是小鼠需借助特制的喉镜或耳镜进行，而且需要专门的技巧 （二）局部麻醉方法 局部麻醉虽然在做实验被动物针头扎了实验中用途不是很广泛，但猫、犬等大做实验被动物針头扎了短时间内实 验中可能会使用局部麻醉的方法 局部麻醉是用局部麻醉药阻滞周围神经末梢或 神经干、神经节、神经丛的冲动传导，产生局限性麻醉区局部麻醉的特点是动 物可保持清醒状态，对重要器官功能干扰轻微麻醉并发症少，是一种比较安全 的麻醉方法 局部麻醉药按化学结构分类，可划分为酯类和酰胺类两种局部麻醉药酯类 局部麻醉药有可卡因、普鲁卡因、丁卡因和氯普鲁卡因；酰胺類局部麻醉药有利 多卡因、布比卡因、卡博卡因和地布卡因等。常用的局部麻醉药的使用方法见表 10-2 局部麻醉常用的方法是表面麻醉、浸潤麻醉、区域阻滞麻醉以及传导麻 醉等。 表面麻醉：将穿透力强的局部麻醉药直接作用于黏膜表面使黏膜下神经末 梢麻醉。可将药物配荿不同浓度的溶液、凝胶和糊剂通过滴入、喷雾、涂布和 灌注等方法将其应用到眼、口腔、鼻腔、喉、外耳道或尿道等黏膜处，产生麻醉 多用丁卡因和利多卡因。丁卡因常用于眼部手术利多卡因常用于猫气管插管前 的咽喉表面麻醉。

表 10-2 常用局部麻醉药的统一使用方法

浸润麻醉和区域阻滞麻醉： 沿手术切口线逐层注射局部麻醉药或手术区周围 部位注射药物阻滞神经纤维而达到麻醉作用，前者称为浸润麻醉后者称为区 域麻醉。适用于犬、猫皮肤撕裂窗缝合、皮肤疣及皮肤肿瘤的切除、幼犬截尾术 和皮肤活组织的采集等也可用于一些夶的手术如剖腹产，并配合应用安定镇痛 术可避免因全身麻醉造成对胎儿的抑制。常用普鲁卡因和利多卡因为减慢药 物的吸收和延长麻醉效力，常于局麻药中加入 1：50000 或 1：100000 浓度的肾 上腺素 四、麻醉监测和麻醉意外的抢救 （一）麻醉监测 麻醉过程中，若使用静脉注射的方法注射速度必须缓慢，同时需时刻观察 肌肉紧张性、 角膜反射和做实验被动物针头扎了对皮肤疼痛的反应 当这些活动明显减弱或消失時， 立即停止注射做实验被动物针头扎了在麻醉期体温容易下降，要采取保温措施尤其在冬季更应 注意观察体温变化，可在做实验被動物针头扎了肛门插入体温计(正常的肛门温度参考值：大鼠 37.5℃,小鼠 7.5℃,家兔 39.5℃,豚鼠 39.5℃,狗 38.5℃,猪 39.0℃,羊 39.5℃, 猴 39.0℃) （二）麻醉意外的抢救措施 当实验進行中因麻醉过量、大失血、过强的创伤，窒息等各种原因而使动 物血压急剧下降甚至测不到；呼吸极慢而且不规则甚至呼吸停止、角膜反射消失 等临床死亡症状时，应立即进行急救急救的方法可根据做实验被动物针头扎了情况而定。对犬、 兔、猫常用的急救措施有下媔几种：

1． 针刺 针刺人中穴对抢救家兔效果较好对犬用每分钟几百次频率的脉冲 电刺激膈神经效果较好。 2． 注射强心剂 可以静脉注射 0.1％腎上腺素 1ml 必要时直接作心脏内注射。 肾上腺素具有增强心肌收缩力使心肌收缩幅度增大与加速房室传导速度、扩张 冠状动脉、增强心肌供血、供氧及改善心肌代谢、刺激高位及低位心脏起搏点等 作用。当做实验被动物针头扎了注射肾上腺素后如心脏已搏动但极为无力時，可从静脉或心腔内 注射 1％氯化钙 5ml钙离子可兴奋心肌紧张力，而使心肌收缩加强血压上升。 3．注射呼吸中枢兴奋药 可从静脉注射山梗菜碱或尼可刹米给药剂量和药 理作用如下。 尼可刹米：每只做实验被动物针头扎了 1 次注射 25％尼可刹米 lml此药可直接兴奋延髓呼吸 中枢，使呼吸加快加深；对血管运动中枢的兴奋作用较弱 山梗菜碱：每只做实验被动物针头扎了 1 次可注入 1％山梗菜碱 0.5ml。此药可刺激颈动脉体 嘚化学感受器反射性地兴奋呼吸中枢；同时此药对呼吸中枢还有轻微的直接兴 奋作用。作为呼吸兴奋药它比其他药作用迅速而显著。呼吸可迅速加深加快 血压亦同时升高。 4.快速注射高渗葡萄糖液 一般常采用经做实验被动物针头扎了股动脉逆血流加压、快速、冲 击式的紸入 40％的葡萄糖溶液注射量视做实验被动物针头扎了而定，如犬可按 2-3ml/kg 体重计 算这样可刺激做实验被动物针头扎了血管内感受器反射性哋引起血压、呼吸的改善。 5.做实验被动物针头扎了快速输血、输液 作失血性休克或死亡复活等实验时常采用其方法 是在做实验被动物针頭扎了股动脉插一软塑料套管，连接加压输液装置(血压计连接输液瓶上口 下口通过胶皮管连接塑料套管)。当做实验被动物针头扎了发生臨床死亡时即可加压快速从股动 脉输血和输低分子右旋糖酐。如实验前做实验被动物针头扎了曾用肝素抗凝由于微循环血管中始 终保歭通畅，不出现血管中血液凝固现象因此当做实验被动物针头扎了出现临床死亡后数分钟， 采用此种急救措施也容易救活 6.人工呼吸 可采用双手压迫做实验被动物针头扎了胸廓进行人工呼吸。 如有电动人工呼吸器 可行气管分离插管后，再连接人工呼吸器进行人工呼吸┅旦见到做实验被动物针头扎了自主呼吸 恢复， 即可停止人工呼吸 有条件时， 当做实验被动物针头扎了呼吸停止 而心搏极弱或刚停止時， 可用 5％CO2和 临床麻醉的目的是满足手术要求、消除痛苦和治疗伤病而实验做实验被动物针头扎了麻醉目 的是满足手术需要和保证实验莋实验被动物针头扎了安全，使做实验被动物针头扎了产生制动、镇静和镇痛作用保 证实验取得精确可靠的结果。为了这一目的在选擇麻醉药物和麻醉方法时，除 了满足手术要求和保证做实验被动物针头扎了安全外 还应考虑麻醉本身及其不良反应对观察指标 和实验结果的影响。 当麻醉的影响不可避免时 应了解和控制影响的程度和范围， 并提供校正和分析实验结果的资料在上述原则下，应该根据实驗设计和手术特 点选择麻醉方法和麻醉药物并注意麻醉深度对实验的影响。 （一）麻醉方法的影响 如果实验手术目的在于制作一种病理狀态的做实验被动物针头扎了模型供长期观察研究 如小 肠造瘘等手术，一般临床常用麻醉方法都可使用若需要在术中或术后立即观察

某些生理病理变化，如肠系膜上动脉钳闭性休克模型制作等麻醉时对做实验被动物针头扎了的呼 吸、循环、肝、肾和内分泌等有关系统器官有一定影响，则选用的麻醉方法应尽 可能短暂、轻微做实验被动物针头扎了实验所要求的麻醉，一方面能有效地抑制有害应激反应 另一方面要求对做实验被动物针头扎了的血液酸碱度、氧和二氧化碳等生化指标、血液动力学以及 其他生理功能造成的干扰应降低到最尛。 某一项实验的每一只做实验被动物针头扎了所用麻醉方法 和麻醉中生理、药理状态都要保持相对一致，以符合“均衡性原则” 观察并 记录麻醉造成的干扰和意外， 以便在分析观察结果或处理所得数据时予以校正或 剔除在实验课题设计时，要充分考虑麻醉方法与实驗做实验被动物针头扎了各自的特点以寻求 最佳配合。例如用一次静脉注射硫喷妥钠的方法麻醉犬苏醒后 2h 仍可见犬呼 吸和循环系统抑淛现象。 选择麻醉方法还应考虑手术时间长短、刺激和损伤的范围与程度，以及麻 醉对做实验被动物针头扎了生理干扰的情况等特点囿时实验外科要连续处理多只做实验被动物针头扎了，宜选择诱 导快速、简单和术后不需要长时间监护的麻醉对长时间的做实验被动物針头扎了实验，要求能随 时补充给药和便于调节麻醉深度以避免长时间的深麻醉，在体内容易产生蓄积 作用的药物慎用对出血多、创媔广和刺激重的手术，常造成血液动力学、水电 解质酸碱平衡等方面的问题在选择麻醉时应考虑周到。其他如手术要求的特殊 体位、开胸手术、循环暂停、降温和降压等都是麻醉方法的选择依据。 （二）麻醉药物的影响 对需要在术中切取肝组织活检特别是电镜检查的实驗 若使用某些脂溶性强 或组织毒性大的麻醉药物如巴比妥类药物，常使组织出现超微结构变化会干扰 实验结果。 不同种属的做实验被動物针头扎了对麻醉药的反应也不相同 由于家兔的肝脏中降解阿托品的 酶水平较高， 家兔对阿托品的耐受力极高 术前用药常选用胃长寧而不用阿托品； 但兔对巴比妥类呼吸抑制作用十分敏感。阿法沙龙/阿法多龙对兔产生浅麻醉 加深麻醉时兔易发生呼吸、心跳骤停。吸叺麻醉药常引起兔呼吸抑制乙醚易刺 激、诱发兔喉痉挛并引起唾液腺和支气管分泌大量液体。适用于灵长类的神经安 定镇痛麻醉对犬佷难奏效。戊巴比妥麻醉大鼠、豚鼠、仓鼠、兔和猫常伴有 严重的呼吸抑制并可能导致死亡，应尽量避免用于这些做实验被动物针头扎叻 氯胺酮用于幼猪，麻醉作用不明显需加大用药量；美托咪定和赛拉嗪对多 数种属猪无效。少数猪吸人氟烷麻醉后可出现恶性高热阿托品用于减少绵羊唾 液腺分泌时，用药量大而且效果差与哺乳类做实验被动物针头扎了不同，鸟类解剖上有许多气囊 与肺相连吸人麻醉诱导迅速而且容易过量。麻醉和麻醉苏醒期间两栖类做实验被动物针头扎了 最好保持皮肤湿润，低温可产生良好的麻醉和制动作用肌松药箭毒有促组胺释 放作用，犬对之非常敏感应列为禁忌。 （三）麻醉深度的影响 做实验被动物针头扎了实验要求麻醉深度要适度而且在整个实验过程中要保持稳定。如果麻 醉过深做实验被动物针头扎了处于深度抑制甚至濒死状态，做实验被动物针头扎了各种正瑺反应受到抑制则很难 得出可靠的实验结果。麻醉过浅在做实验被动物针头扎了身上进行手术或实验，会引起强烈的疼 痛刺激使做實验被动物针头扎了呼吸、循环甚至消化功能发生改变，如疼痛刺激可反射性地抑制 胰腺分泌麻醉深度的较大波动，会使实验结果产生湔后不一的变化给实验结 果带来难以分析的误差。 总之给做实验被动物针头扎了实施麻醉时，从做实验被动物针头扎了角度而言由於不同做实验被动物针头扎了对同一麻醉药物 的敏感性、同一做实验被动物针头扎了对不同的麻醉药物的敏感性存在差异；从药物角度而訁，不 同的麻醉药物有不同的使用途径同一药物在以不同的途径对做实验被动物针头扎了进行麻醉时，

效果也不同 因此若真正掌握好對常用实验做实验被动物针头扎了的麻醉技术需在实际工作中不断 积累经验，灵活运用麻醉方法

实验做实验被动物针头扎了的给药途径与方法不尽相同，需根据不同的实验目的、做实验被动物针头扎了种类、 药物剂型、临床给药情况等决定做实验被动物针头扎了的给药方法同时不同给药方法的难易程度 不同，除考虑上述因素外还应考虑操作者的技术熟練程度从而选择适宜的给药 方法。 实验做实验被动物针头扎了常用的给药方法大致有经口给药、注射给药、吸入给药等方法有 的方法常鼡， 有的方法相对用的较少 但无论哪种给药法， 正确的、 适宜的抓取、 固定方式是顺利完成药物给予的保证 一.经口给药 （一）口服给藥 是将药物添加到饲料或饮水中，让做实验被动物针头扎了自由采食的方法这种方法简单易 操作， 但由于做实验被动物针头扎了的状态囷嗜好不同 饮水和饲料的摄取量不同， 药量难以控制 对于猫、犬等大做实验被动物针头扎了的固体药物的投入，如片剂、丸剂等可徒掱经口给予给药 时，掰开做实验被动物针头扎了上下颌将药物置于其舌根，让其自动吞咽 （二）灌胃给药 是指借助器械将药物直接灌入做实验被动物针头扎了胃内的方法。这种方法可准确控制给药 量但操作时应注意不要损伤做实验被动物针头扎了。 1．大鼠、小鼠、豚鼠灌胃

大鼠、小鼠、豚鼠的灌胃应使用灌胃针头灌胃

针头的特点是，针头处焊有金属圆突目的在于使消化道免受锋利针头的损伤， 哃时针头端弯曲呈大约 30 的角度以适应大鼠、小鼠的生理弯曲，灌胃针接上 注射器即成灌胃器 大鼠灌胃针一般长 6-8cm， 小鼠灌胃针长 5-7cm （图 10-21） 灌胃操作时左手固定大鼠、小鼠，使做实验被动物针头扎了呈垂直体位右手持灌胃器。先大致测 量一下从口角到最后肋骨之间的距离作为灌胃针插入的长度。然后沿右口角插 入口腔与食管成一直线，再将灌胃针沿上腭壁缓慢插入食管如做实验被动物针头扎了无挣紮等 症状，方可注入药液（图 10-22） 若针头插入时遇到阻力或做实验被动物针头扎了挣扎厉害，应 抽出灌胃针重新插入 切记不可强行插入， 否则易造成做实验被动物针头扎了损伤 若误插入气管， 做实验被动物针头扎了会立刻死亡但有一种情况需特别注意，由于注射针插叺时倾斜可能使灌胃 针插入做实验被动物针头扎了对侧腋下部虽然注入药物后，做实验被动物针头扎了不会立刻死亡但一二天后做实驗被动物针头扎了 会出现异常症状。注射完毕轻轻抽出灌胃针头。

图 10-21 灌胃针头 2．兔、犬、猫灌胃

图 10-22 大鼠灌胃 家兔的灌胃需一个竹制或木淛的开口器、一杯清水、

和一根用于灌胃的 12 号或 14 号导尿管（图 10-23） 灌胃时实验者将开口器放 在做实验被动物针头扎了上下门齿之间，固定於舌之上然后用导尿管经开口器的中央孔，沿上腭 慢慢插入食管插好后，将导尿管外口端放入盛有清水的杯中若有气泡产生， 需抽絀重新插入；若无气泡产生说明导尿管已在胃中，外口端接上注射器可注 入药液（图 10-24） 为保证管内药液全部进入胃内，药液注入完后洅注入 5ml 清水方可抽出导尿管，取出开口器猴、猪的灌胃给药类似于兔，也需借助于 开口器和灌胃管进行 3．鸡的灌胃 由助手将其身体鼡毛巾裹住固定，实验者用左手将做实验被动物针头扎了头部向 后拉使其颈部倾斜，用左手拇指和食指将做实验被动物针头扎了嘴撬开其它三个手指固定好动 物头部，右手持带有灌胃针头的注射器将灌胃针头由做实验被动物针头扎了舌后插入食道，如动 物无异常症状即可缓慢注入药液.

图 10-23 灌胃家兔前的导管测定

二、注射法给药 （一）皮下注射 皮下注射一般选择皮下组织比较疏松的部位，大鼠、小鼠、镓兔、犬等常用 注射部位有颈背、腋下、侧腹和后肢猪的皮下注射部位为耳根部皮下，鸡的皮 下注射部位为翼下部位皮下注射时，先鼡酒精棉球消毒需注射部位的皮肤再 将皮肤提起， 进针时 从头部方向刺入皮下， 再沿体轴方向将注射针推进 5-10mm 若针尖易左右摆动，表奣已刺入皮下然后轻轻抽吸，如无回流物可缓慢注射药

液注射完毕，缓慢拔出注射针用干棉球压针刺部位，以防止药液外漏大鼠、 小鼠、豚鼠、家兔、猫、犬等皮下注射方法基本相同。需注意不同做实验被动物针头扎了皮下注射 所用的针头号不同如小鼠需用 4 号或 4 號半针头，家兔、猫等需用 6 号针头进 行皮下注射 （二）皮内注射 皮内注射用于观察皮肤血管通透性变化或皮肤反应。大鼠、小鼠、豚鼠、家 兔等做实验被动物针头扎了皮内注射常选择背部脊柱两侧的皮肤 猪的皮内注射一般选取耳壳外面 或腹侧皮肤注射。 犬等较少进行皮內给药 猫、 操作时需先将做实验被动物针头扎了注射部位脱毛， 酒精棉球消毒局部用左手将皮肤捏成皱襞，右手持注射针将针头与皮肤大约 。注射 呈 30 角刺入皮下然后使针头向上挑起并稍刺入，即可注射（图 10-25） 后皮肤表面可见鼓起一小丘，停留片刻拔出针头大鼠、小鼠、豚鼠、家兔的 皮内注射方法大致相似，同样需注意针头号的选择针头过小，不易注射针头 过大，药液易漏出

图 10-24 小鼠皮内注射 （三）肌肉注射

大鼠、小鼠、家兔、犬等肌肉注射的部位一般选择肌肉丰满而无大血管通过 的臀部或大腿外侧或内侧肌肉。鸡的肌肉注射选取胸肌或腓肠肌注射肌肉注射 时， 注射部位先用酒精棉球消毒 持注射针刺入肌肉， 回抽无回血方可进行注射 大鼠、小鼠对大腿肌肉注射时一般选用 5 号针头，同时应避开坐骨神经的位置 若注射到坐骨神经会导致后肢瘫痪（图 10-26） 。家兔、猫、犬肌肉注射一般选 用 6 号針头使注射针与肌肉约成 60o角，迅速刺入肌肉家兔、猫、犬在肌肉 注射时需由助手固定好做实验被动物针头扎了， 实验者进行注射 家兔、 猫也可由实验者自行操作。 （四）腹腔注射 腹腔注射的部位为下腹部腹中线左右两侧 1cm处为避免伤及内脏，抓取固 定做实验被动物针頭扎了时应使头稍向后低使内脏移向上腹（见图 10-27） 。腹腔注射时注射 部位消毒后，右手持注射器在注射位置将针头刺入皮肤针头到達皮下后，再稍 向前进针后以约 45o刺入腹腔，针尖通过腹腔后抵抗力消失回抽针栓，如无

回血或液体方可注入药液腹腔注射通常均选取 5 号针头。大、小鼠、豚鼠腹腔 注射时一般以左手固定做实验被动物针头扎了右手注射即可；对体重较大的大鼠或豚鼠，可由一 人固定莋实验被动物针头扎了暴露腹部，另一人进行注射操作家兔、猫、犬等大做实验被动物针头扎了，需由助 手固定好做实验被动物针头紮了 （五）静脉注射 1．大鼠、小鼠尾静脉注射 大鼠、小鼠的尾部有四根明显的血管，其中腹侧 的一根为动脉背部的一根为静脉，两侧還各有一根静脉由于两侧的静脉比较 容易固定，常作为静脉注射的部位操作时，先将做实验被动物针头扎了固定在固定器中做实验被动物针头扎了身 体被固定住，而尾部充分暴露出来尾部用 45-50℃的温水浸泡半分钟或用酒精 棉球反复擦拭使血管扩张， 并可使表皮角质软囮 用左手无名指从下面托起尾巴， 以拇指和小拇指夹住尾巴的末梢右手持 4 号或 4 号半注射针，沿与静脉平行方 向从尾下 1/4 处进针，针头刺入后轻推药液，若无阻力表示针头已在静脉 中，可继续缓缓推入药液；若轻推药液后阻力较大而且有白色隆起，说明注射 到皮下需拔出针重新刺入。注射完毕后以干棉球按压止血或把尾巴向注射侧弯 曲以止血如需反复注射，应从尾末端开始进针逐渐向尾根部方向移动（图 10-28） 。 2．豚鼠后肢浅背侧足中静脉注射 由助手固定做实验被动物针头扎了操作者左手捏住后肢， 使腿呈伸展状态找到足中靜脉，剪去注射部位的毛酒精棉球消毒，为方便注 射甚至可剪破皮肤，右手持 4 号针沿向心方向刺入血管回抽如有回血即可注 射，注射后干棉球压迫止血胶布包裹伤口。 豚鼠还可进行耳缘静脉注射豚鼠的耳缘静脉较细而且耳朵较小给注射带来 一定的困难。注射时可甴助手固定做实验被动物针头扎了也可用固定器固定，不管以哪种方式固 定豚鼠耳缘静脉注射时的固定是非常重要的。操作者用酒精棉球涂擦耳部边缘 静脉并用手指轻弹耳部，使静脉充盈用左手食指和中指夹住静脉近心端，拇 指和小指夹住耳边缘部分无名指和小指在耳下做垫，右手持带有 4 号针头的注 射器尽量从静脉末端顺血管平行方向刺入回抽如有回血，放松对耳根部血管的 压迫固定针头缓慢注入药液。注射后干棉球压迫止血因豚鼠耳缘静脉血管较 薄，可能因豚鼠固定不好做实验被动物针头扎了挣扎，针头轻刺血管即会絀血因此注射时要特 别注意固定好做实验被动物针头扎了。 3．家兔耳缘静脉注射 将兔固定在兔盒内露出头部， 找到耳缘静脉拔去耳 緣部被毛，用酒精擦拭使血管充盈注射方法与止血方法与豚鼠基本相同。若注 射时推针有阻力而且皮肤隆起发白，表明针头在皮下未在血管内，需拔出重 新刺入若注射成功，注射器针栓可轻松推动可见药液在血管内流动（见图 10-29） 。

图 10-26 小鼠腹腔注射 4．犬、猫静脉注射

图 10-27 小鼠尾静脉注射

前肢内侧头静脉比较容易固定作静脉注射时常用此静

脉。由助手将做实验被动物针头扎了固定去除注射部位被毛，消毒助手将注射部位用手握紧， 使静脉充盈操作者右手持 6 号针头的注射器与血管平行刺入静脉，回抽见血后 放开压迫 操作者一手凅定针头， 一手慢慢推注射器注入药液注射 （见图 10-30） 犬、猫还可用后肢外侧小隐静脉进行注射，此静脉在后肢胫部下 1/3 的外侧 浅表的皮下由前侧方向后行走。注射方法与前肢内侧头静脉注射方法相同 5．猴静脉注射 6．猪的静脉注射 7．鸡的静脉注射 常选用前肢桡静脉或后肢隱静脉进行注射，注射方法同犬 常选用耳大静脉进行，注射方法同家兔 选取翼下静脉进行注射。

图 10-28 家兔耳缘静脉注射 （六）脑内注射

圖 10-29 犬前肢头静脉注射

大鼠、小鼠脑内给药常用于将病原体接种于做实验被动物针头扎了脑内观察接种后的各种变 化。脑内注射时将鼠額部消毒，操作者左手固定好头部右手持套有塑料管， 露出针尖的针头直接由额部正中刺入脑内，即可注入药液或者将做实验被动粅针头扎了轻度麻 醉后，使注射器和额顶颅骨大约保持 45o角在中线稍向外侧刺入注射针即可注 射。 豚鼠、家兔、犬的脑内给药是将做实验被动物针头扎了以乙醚麻醉剪去额部注射部位的毛并 消毒皮肤，将皮肤拉紧用手术刀切开长度约 1mm-2mm 的切口，用穿颅钢针在头

盖骨的注射蔀位开一小孔再用 7 号针头垂直刺入，缓慢注入药液特别注意， 注射速度一定要慢避免引起颅内压急剧升高。 （七）涂布给药 1．大鼠、小鼠的涂布给药 大鼠、小鼠常采用浸尾方式经尾皮给药从而 定性地判定药物或毒物经皮肤的吸收作用。给药前将鼠放在能将身体固定而尾 巴暴露出来的固定盒中。将鼠尾穿过试管软木塞小孔插入盛有液体受试物的试 管中，根据受试物作用效果确定浸泡时间并观察症状。需要注意的是若受试物 有毒性要防止中毒。 2．豚鼠、家兔的涂布给药 豚鼠和家兔涂布给药的部位通常为脊柱两侧的 背部皮肤给藥部位需按前述脱毛方法进行处理，脱毛后 24h 方可给药次日给 药前务必检查脱毛部位是否有损伤、炎症、过敏等现象，若存在这些症状則该 做实验被动物针头扎了不可使用。若脱毛后背部皮肤合乎实验要求将做实验被动物针头扎了固定好后，可用硫酸纸 蘸取受试液平铺茬背部后用纱布及胶布固定，固定时间根据药物性质和实验要 求而定若化妆品或膏剂可直接涂在皮肤上。 （八）呼吸道给药 呼吸道给藥主要指大鼠、小鼠而言的粉尘、气体或烟雾等状态的受试物需 通过呼吸道给药。做实验被动物针头扎了给药时做实验被动物针头扎叻放入大小适中的具磨口瓶塞的广口瓶中，然 后在瓶中悬挂一由三层滤纸串在一起的滴药装置 在第一层滤纸上滴上根据实验 要求所需的受试物，迅速盖上瓶盖摇匀。接触约 2h 后观察做实验被动物针头扎了的反应症状。 （九）阴茎静脉注射给药 对于雄性大鼠此法是较为常鼡的给药方法将雄性大鼠麻醉后仰卧或侧卧， 翻开包皮拉出阴茎，背侧阴茎静脉非常粗大直接刺入静脉注射即可。 （十）椎管内注射给药 此法主要用于家兔的椎管麻醉或抽取脑脊液将做实验被动物针头扎了麻醉后俯卧位保定，尽 量使其尾向腹侧屈曲将第 7 腰椎周围被毛剪去，消毒摸到第 7 腰椎间隙，插 入腰椎穿刺针头当穿刺针到达椎管内时，可见做实验被动物针头扎了后肢颤动即证明针头已进 叺椎管。此时不可再向下刺以免损伤脊髓。若没有刺中不必拔出针头，以针 尖不离脊柱中线为原则将针头稍稍拔出一点，换个方向洅刺当证实针头在椎 骨内，固定好针头即可注射 （十一）关节腔内注射给药 此法适用于家兔给药。 将做实验被动物针头扎了麻醉后仰臥位保定 除去关节部位被毛， 消毒 在膑韧带附近着点处上方约 0.5cm 处进针，针头从前上方向后下方倾斜刺入至 针头阻力变小，然后稍退針以垂直方向推到关节腔中，可感觉到有刺破薄膜的 感觉即已到关节腔即可注入药物。 （十二）椎动脉注射给药 此法适用于家兔和猫以家兔给药为例，给药时先将做实验被动物针头扎了麻醉，在其剑突

上约 6cm 位置从胸骨左缘向外作横切口 4cm-5cm分别切断胸大肌、胸小肌，找 出锁骨下静脉后进行双线结扎于两线间剪断静脉。分离出锁骨下动脉沿其走 向分离出内乳动脉、椎动脉、颈深支、肌皮支动脉。除椎动脉外分别结扎锁骨 下动脉分支及其近心端。于椎动脉上方结扎锁骨下动脉远心端在结扎前选择适 当位置剪一小口，以腰穿针穿刺矗至椎动脉分支前结扎，固定给药。猫的给 药方法同家兔椎动脉给药方法较为复杂，而且对技术要求较高而且需要操作 者对做实驗被动物针头扎了的解剖结构-血管走向较为熟悉才可能作好椎动脉给药。 （十三）颈外静脉注射给药 此法适用于犬的静脉给药给药时，將犬固定好用左手大拇指压迫颈外静 脉入胸部皮肤，使静脉怒张注射部位剪毛、消毒，然后右手将注射针头朝头的 方向刺入回抽针頭如有回血，说明已插入血管此时需松开左手拇指，缓慢注 射给药给药后干棉球压迫止血。 二、 实验做实验被动物针头扎了给药量及計算方法

（一）确定给药剂量的方法及影响给药剂量的因素 观察某种药物对做实验被动物针头扎了的作用时给药剂量的准确与否是个很偅要的问题。剂 量太小作用不明显，剂量太大又可能导致做实验被动物针头扎了中毒死亡。如果是西药则可 以使用下面所介绍的公式进行推算；若为中药，推荐使用下述方法确定剂量： （1）先用少量小鼠粗略的摸索中毒剂量或致死剂量然后用中毒剂量或致 死剂量的若干分之一作为应用剂量，一般可取 1/10-1/5如大鼠：大剂量用 1/2LD50；中剂量用 1/4LD50；小剂量用 1/8LD50. （2） 确定剂量后， 如第一次实验的作用不明显 做实验被動物针头扎了也没有中毒的表现 （体 重下降、精神不振、活动减少或其它症状） ，可以加大剂量再次实验如出现中 毒现象，作用也明显则应减少剂量再次实验。在一般情况下在适宜剂量范围 内，药物的作用常随剂量的加大而增强所以有条件时，最好同时用几个剂量莋 实验以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用 强度之间毫无规律时则更应慎重分析。 （3）用大做实驗被动物针头扎了进行实验时开始的剂量以鼠类剂量的 1/15 至 1/2 给药，以 后可根据做实验被动物针头扎了的反应调整剂量 （4）确定做实验被動物针头扎了的给药剂量时，要考虑给药做实验被动物针头扎了的年龄大小和体质强弱一 般说，确定的给药剂量是指成年做实验被动物針头扎了的如是幼小做实验被动物针头扎了，剂量应减小如以犬为 例，6 个月以上的犬给药量为 1 份时3-6 个月的给 1/2 份，45-89 日的给 1/4 份10-19 日的给 1/16 份。 （5)确定做实验被动物针头扎了的给药量时要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同若口 服量为 100，灌胃量应为 100-200皮下注射量为 30-50，肌禸注射量为 25-30 静脉注射量为 25。 （6）植物药粗制剂的剂量一般按生药折算 （7）化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构囷作用都 相似的药物的剂量 （8）药效学试验剂量，一般情况下药效试验的剂量不应该高于毒理试验 剂量。药效试验的高剂量应该低于長期毒性试验的中剂量或低剂量特殊情况，

如抗癌试验 药效试验剂量可适当提高， 但不应该超过长期毒性试验的高剂量组 （9）通过預试验估计剂量：不论何种方法选择的给药剂量均应该通过预备 试验，进一步确定合理的剂量范围并按照等比级数分为两个以上剂量组。特殊 情况下可用等差级数分组。一般情况下各试验组至少设定两个以上给药剂量 组。药效学试验应该具有明确的量效关系为确定囿无明显的量效关系，至少应 设定三个或更多剂量组 中药提取的化学纯品、 有效部位或注射剂型的药效试验， 至少应设三个剂量组 （②）实验做实验被动物针头扎了给药量的计算方法 做实验被动物针头扎了实验所用的药物剂量一般按毫克/千克体重或克/千克体重计算，应鼡时 须从已知药液的浓度换算出相当于每公斤体重应注射的药液量以便给药。 （三）人与做实验被动物针头扎了的给药量换算方法 人与莋实验被动物针头扎了对同一药物的耐受性相差很大一般情况下，做实验被动物针头扎了的耐受性比人大 也就是单位体重做实验被动粅针头扎了的用药量比人要大。 人的各种药物的用量在许多书上均可查 到但做实验被动物针头扎了用药可供参考的书籍相对较少。因此必须将人的用药量换算成做实验被动物针头扎了的 用药量一般可按下列比例换算：人用药量为 1；小鼠、大鼠为 25-50；豚鼠、 家兔为 15-20；犬、猫為 5-10。以上是按单位体重口服给药量换算的如给药途 径为静脉、皮下、腹腔注射,换算比例应适当减小。 药效研究中也可以用下列公式计算給药剂量： D2=D1×K2/K1× 3 W1/W2 D 为药物剂量K 为常数，W 为做实验被动物针头扎了体重（kg）{一般 1 指人；2 指做实验被动物针头扎了}此 公式是一种理论上的计算方法，实际工作中下表可作为给药依据的参考 人及不同种类做实验被动物针头扎了的K值不同，人 10.6、猴 11.2、兔 10.1、大鼠 9.1、小鼠 9.1、豚鼠 9.8、猫 9.8洳一例体重为 70kg的人，某药剂量为 20ug/（kg·d）, 一只 5kg重的猴为

表 10-3 人用剂量与不同种类做实验被动物针头扎了间剂量的关系

注:*表示人与做实验被动物針头扎了的不同体重,以 kg 表示 四、实验做实验被动物针头扎了一次给药的耐受量 不同种类的实验做实验被动物针头扎了同一种给药方法一佽给药能耐受的最大容量是不同的，同种实 验做实验被动物针头扎了不同给药方法一次给药能耐受的最大容量也是不同的不同种类实验莋实验被动物针头扎了 不同给药方法一次给药能耐受的最大容量如表 10-4。

根据表 10-4调整药物浓度，特别注意一次给与药物的最大容量不可超過表 中数值否则做实验被动物针头扎了可能发生意外，导致实验失败

实验做实验被动物针头扎了的采血和体液的采集

做实验被动物针頭扎了试验中给予做实验被动物针头扎了受试物后，除观察其外观表征外还常常需要采取做实验被动物针头扎了 的血液和尿液以进一步觀察做实验被动物针头扎了体内的生理、生化指标的变化。实验做实验被动物针头扎了采血的 方法很多有的方法可取到的血量较多，有嘚方法只能采到少量血而且不同种 系做实验被动物针头扎了的采血方法也不同。选择何种采血方法需根据做实验被动物针头扎了种类、实验要求和所 需血量而定（表 10－5） 。根据检测的目的不同有时需要抗凝血，有时需要血 清这就需要实验者事先做好准备，如准备好楿应的抗凝剂等取血时最好不要 造成溶血现象，若有溶血现象可能会使一些实验结果不准确另外，一次采血过 多或连续多次采血都可能影响做实验被动物针头扎了的健康严重的甚至导致贫血或死亡，因此采 血时应注意采血量的问题当然同种做实验被动物针头扎了因體重、健康状况等不同，一次采血所 能耐受的最大失血量是不同的 常用实验做实验被动物针头扎了最大安全采血量和最小致死采血量 见表 10－6。 一、采血方法 （一）大鼠、小鼠的采血方法 1．尾尖采血 此种采血方法血量很少约 1-2 滴，可以做血涂片、试纸检 测血糖等实验做实驗被动物针头扎了固定露出尾巴，用酒精擦拭尾尖使血管扩张，然后剪去尾 尖 1mm-2mm(小鼠)或 3mm-5mm(大鼠)血液即可流出。若剪尾后未见血，可用 手沿尾根部至尾尖部捋尾巴血液即可流出，取血后用干棉球压迫止血 2．眼眶后静脉丛采血 是以采血管刺破后眼眶静脉丛进行采血的方法。操 作者一手固定小鼠或大鼠食指和拇指轻轻压迫颈部两侧，使眶后动静脉充血 另一只手持玻璃制的毛细采血管（小鼠采血管直径约 1mm，大鼠采血管直径约 2mm）以大约 45o角从内眼角刺入（图 10-31） 并向下旋转，感觉刺入血管后 再向外边退边吸，使血液顺取血管自由流入小管中当得到所需血量后，放松加 于颈部的压力并拔出采血器，以防穿刺孔出血采血后，用消毒纱布压迫眼球 止血 30s（图 10-32） 若技术熟练，此方法在短期内可重复采血小鼠一次可取 血 0.2ml-0.3ml左右,大鼠可取血约 0.5ml-1ml。 3．摘眼球采血 若一次性采血可选择摘眼球法从眶动脉或眶静脉采血取 血时左手固定做实验被动物针头扎了，将做实验被动物针头扎了头部皮肤绷紧眼球突出，右手持眼科弯镊夹住眼球 根部 将眼球迅速摘絀， 并立即将鼠倒置 头朝下使眼眶内动静脉血液流入容器。

大鼠摘眼球取血时可由一助手固定好做实验被动物针头扎了操作者直接摘眼球即可。 4．腹主动脉采血 操作时将做实验被动物针头扎了麻醉仰卧位固定，打开腹腔开腹时， 尽可能减少出血将肠管推向一侧，嘫后用手指轻轻分开脊柱前的脂肪暴露出 腹主动脉，用针管在腹主动脉分叉处与血管平行刺入，回抽采血此方法若掌 握熟练，可采集大量的血液而且不易造成溶血现象。采血时应保持做实验被动物针头扎了安静 若做实验被动物针头扎了挣扎躁动，需停止采血追加麻醉后再进行采血，但追加麻醉药剂量一定 要适中切不可造成麻醉过深做实验被动物针头扎了死亡。 表 10－5

不同做实验被动物针头扎了采血部位与采血量

冠、脚蹼皮下静脉 中量 后肢外侧皮下小隐静脉 前肢内侧皮下头静脉 耳中央动脉 颈静脉 心脏 大量 断头 翼下静脉 颈动脉 股动脈、颈动脉 心脏 颈动脉、颈静脉 摘眼球眶动脉和静脉

表 10－6 常用实验做实验被动物针头扎了最大安全采血量和最小致死采血量（ml） 做实验被動物针头扎了种类 小鼠 大鼠 豚鼠 家兔 犬 猴 最大安全采血量 0．1 1 5 10 50 15 最小致死采血量 0．3 2 10 40 300 60

5．颈动静脉或股动静脉或腋下动静脉采血

需采集大量血液时還可选择颈

动静脉或股动静脉或腋下动静脉采血方法 在这些部位采血需要麻醉后将做实验被动物针头扎了固 定，然后作动静脉分离手术使血管暴露，用注射器沿大血管平行方向刺入抽

取所需血量。也可在小鼠取血时操作者一手固定做实验被动物针头扎了，一手持剪刀直接剪断 上述血管取血；大鼠取血时，由助手固定做实验被动物针头扎了操作者持大剪刀剪断血管，收集 血液即可但应注意防止血液喷溅。而且采血时最好用剪刀剪去采血部位的被 毛，消毒一是防止污染，二是防止溶血 6．心脏采血 大鼠、小鼠的心脏搏动较快，而且心腔较小位置较难固定， 因此活体时较少采用心脏采血的方法但常采用解剖后从心脏取血。 （二）豚鼠、家兔的采血方法 1．耳緣静脉采血 家兔常采用耳缘静脉采血的方法同大鼠、小鼠眼眶后 静脉丛采血一样，可反复采血采血方法与耳缘静脉注射方法相同（图 10-33） 。 另外还可以用刀片在血管上切一小口，让血液自然流到容器中即可取血后， 用棉球压迫止血此法一次可取血 5-10ml。 2．耳中央动脉采血 家兔耳中央为一条颜色较深、较粗的中央动脉采血 时，固定好家兔消毒，左手捏住兔耳右手持持注射器在中央动脉末端，沿着 与動脉平行的方向刺入动脉回抽针栓采血。注意不可在近耳根部进针取血完 毕需立刻止血。此法一次可采血 10-15ml 3．心脏采血 家兔、豚鼠的惢脏采血较为常用，比大鼠、小鼠心脏采血相 对简单易掌握采血时，将做实验被动物针头扎了仰卧固定在胸部左侧心脏部位去毛，消蝳用 左手触摸左侧第 3－4 肋间，选择心跳最明显处穿刺一般由胸骨左缘外 3mm 处 将注射针头插入第 3－4 肋间隙，当针头刺入心脏时由于心脏搏动，血会自然 流入注射器中（图 10-34） 心脏穿刺时若一次采血不成功，针头不要在胸腔中 乱动需拔出重新刺入，而且当采血中回血不好戓做实验被动物针头扎了躁动挣扎时也应拔出注射 器重新穿刺抽血。做实验被动物针头扎了经过 1 周左右的时间恢复便可再次进行抽血惢脏采血 技术若能熟练掌握，是家兔、豚鼠较佳的采血方法

图 10-33 兔耳中央动脉采血 4．颈动脉采血

家兔等做实验被动物针头扎了大量采血时采用颈动脉采血。操作时做实验被动物针头扎了麻

醉后仰卧位固定，将兔颈部去毛消毒，解剖暴露颈动脉先结扎动脉的远心端 并在菦心端放一缝合线，在缝线处用动脉夹阻断颈动脉在结扎线和近心端缝线 之间剪开血管成“V”字形，将导管向心脏方向插入用缝线将導管与血管结扎， 导管另一端放入采血容器缓慢松开动脉夹，血液便回流出颈动脉采血对技术

要求较高。 5．背跖静脉采血 此法主要用於豚鼠背跖静脉有两根：外侧跖静脉和内 侧跖静脉，均可用于采血操作时，由助手固定做实验被动物针头扎了并将其后肢膝关节伸矗到 操作者面前，操作者将豚鼠脚面消毒并找出外侧跖静脉或内侧跖静脉后，以左 手拇指和食指拉住豚鼠的趾端右手持注射器刺入静脈采血。拔针后立即出血 并可见刺入部位呈半球隆起，压迫止血 （三）犬、猫的采血方法 1．犬后肢外侧小隐静脉和前肢内侧皮下头静脈采血 犬采用侧卧保定或固 定在手术台上，将抽血部位的毛剪去消毒。左手拇指和食指握紧剪毛区上部 使下肢静脉充盈，右手持针迅速刺入静脉左手放松将针固定，抽血每只犬一 般采血 10-20ml。 2．颈静脉采血 操作时将犬固定取侧卧位，剪去颈部一侧被毛消毒。 将犬颈蔀拉直使头部尽量向后方，左手拇指压住颈静脉入胸部的皮肤使颈静 脉充盈，右手持连有 7 号针头的注射器向头部平行刺入血管。由於此血管不易 固定固定好血管是颈静脉采血的关键，取血后需压迫止血 3．股动脉采血 此种方法可采取大量血液。操作时将做实验被动粅针头扎了卧位固定伸展 后肢向外拉直，暴露腹股沟在此处动脉搏动的部位去毛，消毒左手中指、食 指探摸股动脉，在跳动部位固萣好血管右手持注射器，针头直接由跳动处刺入 血管回抽针栓即可抽取血液。取血后压迫止血 4．心脏采血 犬、猫采血也可用此法。采血方法基本同家兔 （四）猴的采血方法 猴可在指尖、足跟、后肢皮下静脉、颈静脉等处采血。颈静脉采血时猴侧 位保定，头部略低於台面剪去颈部被毛，消毒静脉怒张，用左手拇指按住静 脉右手持针取血。 （五）小型猪的采血方法 1．耳大静脉采血 此种采血方法鈳采取较少量的血液猪的耳大静脉采血 方法基本同家兔的耳缘采血法。但需特别注意的是由于猪耳皮肤较厚应选择较 为锐利的针头进荇采血。采血后注意压迫止血 2．颈静脉采血 3．心脏采血 将猪仰卧保定，两前肢张开使其和胸骨柄前端的左右侧形 心脏采血方法基本同家兔心脏采血法需注意的是因猪的胸 成三角形的凹陷部，消毒针头从三角形底边向正中线斜后方刺入采血。 部肌肉较厚应使用心脏穿刺针方可进行采血。 4．改良的眼眶静脉窦采血 采血固定猪时应事先做一长1800mm,宽600mm 的单人床样铁制框架,并用粗15mm左右的麻绳纵横交织成网状固定茬(相当于放 床板的地方)框架上,网孔直径约150mm左右。并另备2根长约1000mm ,粗约10mm 的绳子备用采血前,将猪四肢悬空固定于网床的中间略后的部位。取一根备用

绳固定前肢端:绳的一端固定在网绳上,另一端从猪一侧耳的后方经另一侧耳的 后方固定在网绳上,这样猪的前肢端即被固定 取另一根備用绳固定后肢端:绳的 一端固定在靠近后肢的网绳上,另一端经背部固定在对侧网绳上。猪固定好后, 令猪嘴咬住麻绳,以方便采血助手抬高網床使网床呈约60°倾斜,令猪头部低 下。无论猪大猪小,均可用此法固定 采血时助手用碘酒、 酒精消毒需采血一侧的眼部,术者手持采血腰穿針,在内 眼角侧令针尖沿瞬膜内侧与眼球之间的缝隙刺入。穿刺针位于瞬膜中部,针尖指 向咽部,进针深度约2cm-4cm,进针时应暗暗用力缓慢刺入当针尖进入眼眶静脉 窦时有突破感,此时血液流出。1分钟左右即可获得约10ml血液有时进针较深抵 达眶骨,此时万不可继续进针,而应将针退回0.5cm左右。 若进针部位正确,则血液 流出,可获得满意采血效果采血完毕,迅速将采血针退出,用消毒棉球压迫内眼 角数秒钟止血。然后给猪解除固定,恢复洎由 （六）羊的采血方法 羊常由颈静脉进行采血， 可采取较大量的血 颈静脉采血时， 先将羊蹄捆绑 按倒在地，侧卧位固定由助手握住羊下颌部，在颈部一侧外缘剪毛碘酒、酒 精消毒。用胶皮管扎紧颈部近心端使颈静脉充盈。右手持连有 16 号针头的注 射器沿静脉一側以 30o倾斜刺入血管回抽如有回血，放松对近心端的压迫缓 缓抽取血液。若针头刺入血管后回抽无回血，可将针头向前或向后稍作移動后 再回抽针栓尝试是否有回血 取血完毕， 拔出针头 采血部位用干棉球压迫止血。 （七）鸡的采血方法 1.翼下静脉取采血 此种采血方法昰鸡常用的采血法将鸡翅展开，露出腋 窝部将羽毛拔去，可见到明显的翼根静脉由助手固定鸡，碘酒、酒精消毒皮 肤抽血时用左掱拇指压迫静脉的近心端，使血管充盈右手持连有 6 号针头的 注射器，针头由翅根向翅膀方向沿静脉平行刺入血管内回抽即可采血。采血完 毕压迫止血 2.颈动脉采血 需血量较多时用此法采血。操作时暴露出颈动脉直接放血 需血量较少时用此法采血。用针头刺破静脉采取即 或用注射针抽取均可 3.鸡冠或鸡脚蹼采血 可。 （八）血液标本保存注意事项 血液标本应避光保存保存容器以玻璃、聚氯乙烯和聚四氟乙烯制品为宜。 低温下保存的样品不能在室温慢慢溶解而应放在 25-37℃水浴中短时间快速溶 解，充分混匀恢复到室温校正总量。血液标本必须避免重复的冻结溶解这样 会使血液成分改变。 血清一般保存于 4-6℃冰箱或冻结保存数天多数成分是比较稳定的。全血 切勿冰冻因紅细胞在冰点下受到物理作用的改变不可逆，将会溶血影响测定 结果。需用全血或血浆的检验项目必须用抗凝容器盛血液标本于 4-6℃冰箱中 保存。全血在保存期间如发现界限不清血浆与红细胞层交界处有松散的红色， 表示有轻度溶血红色增多则是溶血加重，不能再使鼡 血液中特别不稳定的成分，如氨、胆红素、酸性磷酸酶、同功酶、CO2等在

采血后必须立即进行检验血液中具有生物活性的酶在不同温喥下保存，活性时 间也不尽相同多数酶随保存时间越长，活性降低的可能性越大如磷酸肌酸酶 活性在-16℃放置 25h，失活 6％；4℃保存 24h失活 47％；20℃保存 24h失活 70％。全血在保存过程中钾、氨、乳酸含量会增加二氧化碳含量会减少。 （九）影响血液检测结果的因素 1．采血时间 做实驗被动物针头扎了实验中检测生化指标时应在禁食(不禁水)4h-12h 后 采血，如检测血糖、血脂、游离脂肪酸、肝功及肾功能检查等进食多可影響血 液生化指标。有些重复检查指标需在同一时间采血检查如 ACTH、血浆皮质醇、 血清 Cu、Zn、血清胆红素、白细胞等，因为这些指标在一日之內的不同时间有 生理性的高低波动 2．采血血管 做实验被动物针头扎了血液可由静脉、毛细血管、动脉等采集。由不同血管采 集的血液对哆数检查指标影响不大但也有一些指标会受影响，如血糖、血清乳 酸及丙酮酸值静脉血和毛细血管血有一定差异；血氧饱和度、二氧化碳分压动脉 血和静脉血之间有明显差异血糖、血清乳酸也有差异。 3．密闭方式 血液暴露于空气后二氧化碳会迅速逸出并吸收氧气提高血 氧饱和度，从而引起血液 pH 值和细胞内外一系列成分的改变所以测定 pH 值及 气体的血液样品要求以密闭方式采血。 二、

做实验被动物针头紮了实验中除了采取血样进行检验分析 还常常采取体液进行实验相关指标 的检测。体液的采集同样是不同做实验被动物针头扎了有不同嘚采集方法实验者根据实验要求和 自身实际情况选择恰当的采集方法。 （一）胸水的采集 实验做实验被动物针头扎了的胸水采集主要利鼡胸膜腔穿刺术先准备好普通注射针头、穿 胸套管针、注射器等器械。大、中型做实验被动物针头扎了应麻醉小做实验被动物针头扎叻应侧卧保定。术部剪毛 消毒后左手将术部皮肤向侧方移动，右手持穿刺套管针在紧靠肋骨前缘处垂 直刺入，穿刺肋间肌时有一定阻仂当阻力消失针有落空感，表明已刺入胸腔 即可抽取胸水。犬在左侧第 8 肋间或右侧第 7 肋间；羊在左侧第 6 或第 7 肋间或 在右侧第 5 或第 6 肋间穿刺时应避免损伤肋间血管和神经。 （二）腹水的采集 腹水的采集主要利用腹腔穿刺术做实验被动物针头扎了取立位保定。穿刺点在腹下剑状软 骨后方旁开正中线，小做实验被动物针头扎了在脐稍后正中线侧方 1cm-2 ㎝ 穿刺时，先将穿刺 部位剪毛消毒 再将皮肤稍向一侧迻动， 用注射器或穿刺套管针与腹壁垂直刺入 针尖有落空感后，腹水将自行流出若腹水量较大，应缓慢间歇地抽出以免腹 内压突然丅降而致使做实验被动物针头扎了发生循环功能障碍。采完腹水后用碘酊棉球涂布 （三）消化液的采集 1．唾液的采集 做实验被动物针头紮了的唾液采集一般采用刺激法。通过食物的颜色、气味 等刺激做实验被动物针头扎了的视觉、嗅觉而致做实验被动物针头扎了唾液分泌增加再通过引入导管采集。唾液的

采集一般指大做实验被动物针头扎了而言如采集犬、猪的颌下腺的唾液，需将做实验被动物针头扎叻进行中长效麻 醉后在颌下腺排泄管管壁上作一切口，放置聚乙烯管插管到达腺体内部附近 进行结扎，当刺激舌神经外周末端时腺體受到刺激，唾液流出用容器收集。 由于唾液腺共有三对故采取不同腺体的唾液放置聚乙烯管的位置不同。 2．胃液的采集 胃液的采集哃样通过刺激使胃液分泌增加，采用插胃管的 办法抽取胃液胃液的采集一般指大做实验被动物针头扎了而言。采取胃液较少时可用灌胃管经动 物口中插入胃内在灌胃管外出口连接注射器，轻轻由注射器抽吸若需大量胃 液时，需要通过手术装置瘘管然后通过刺激方法采集。 3．胆汁的采集 胆汁的采集需要手术进行将做实验被动物针头扎了麻醉仰卧于实验台，在 剑突下正中线做一 3-5 ㎝ 的切口切开腹膜，暴露腹腔将肝脏向上翻起，找出 胆囊在十二指肠与胃交界处，有一暗绿色的囊（注意大鼠没有胆囊而由几根肝 管汇集成肝总管和胰管一起汇成胆总管开口于十二指肠） ，并分离出胆囊或胆 总管再用注射器抽取胆汁。 1．胰液的采集 基本方法同胆汁的采集在胆总管囷十二指肠交界处分离 出胆总管，小心操作勿刺激胰腺分泌分离后在靠肠端结扎，作为牵引线用眼 科剪在管壁上斜开一小口，插入准備好的胰液收集管（一般用聚乙烯塑料软管 内径 2 ㎜ ，长 10mm并将其拉成内径 0.05 ㎜ 的细管，剪成一端斜口在粗细交 界处绕 3-4 圈，用 0 号缝合线） 收集容器内。 (四)尿液的采集 采集的方法较多一般在实验前需给做实验被动物针头扎了灌服一定量的水。 1．代谢笼法 此法较常用适用於大鼠、小鼠尿液的采集。代谢笼是将尿 液和粪便分开而达到收集做实验被动物针头扎了尿液目的的一种特殊装置 代谢笼主要包括三角漏 斗（大鼠用 21cm,小鼠用 14cm） 、粪尿分离器、带孔的玻璃板，做实验被动物针头扎了饮水及采食 玻璃管等组成采尿时将做实验被动物针头扎了放在代谢笼内，做实验被动物针头扎了排便时通过笼子底部的大小 便分离漏斗将尿液与粪便分开，即可收集尿液 由于大鼠、 小鼠尿量較少， 操作中损失和蒸发 各鼠膀胱排空不一致等原因， 都可造成较大的误差因此一般需收集 5h 以上的尿液，最后取平均值成熟小 鼠尿量为 1-3ml/24h，大鼠为 55-75ml/24h 2.膀胱导尿法 此法是直接从做实验被动物针头扎了尿道插管到膀胱的方法来收集尿液， 根据 做实验被动物针头扎了大小取適当粗细的塑料管，头端用酒精灯烧圆滑尾端用一个粗针头备接 尿液。 常用于雄性兔、 犬等做实验被动物针头扎了的采尿 操作时， 先鉯液体石蜡湿润导尿管头端 然后由尿道口徐徐插入，一般没有阻力感插入深度视做实验被动物针头扎了大小而定，当导尿管 插入膀胱後尿液立即从管中流出，将导尿管固定好并把导尿管尾端放入容器 中，即可以采到没有污染的尿液 3.压迫膀胱法 在实验研究中，有时為了某种实验目的要求间隔一定的时 间，收集 1 次尿液以观察药物的排泄情况。做实验被动物针头扎了轻度麻醉后实验人员用手在

做實验被动物针头扎了下腹部加压，手要轻柔而有力当加的压力足以使做实验被动物针头扎了膀胱括约肌松驰时， 尿液会自动排出此法適用于兔、猫、犬等较大做实验被动物针头扎了。 4.输尿管插管法 在兔、猫、犬等做实验被动物针头扎了急性实验中可在做实验被动物针頭扎了输尿管内插一 根塑料套管收集尿液。做实验被动物针头扎了麻醉后固定于实验台上。剪毛、消毒、在耻骨联合 上缘之上正中线做皮肤切口（长约 3-4 ㎝ ） 沿腹白线切开腹壁及腹膜，找到膀 胱辩认清楚输尿管进入膀胱背侧的部位（即膀胱三角）后，细心地分离出两侧 輸尿管分别在靠近膀胱处穿线结扎，在离此结扎点约 2 ㎝ 处的输尿管近肾端下 方分别穿 1 根丝线用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口、分别插入充满生 理盐水的细塑料管（插入端剪成斜面） ，用留置线结扎固定可见到尿滴从插管 中流出（头几滴是生理盐水） ，塑料管嘚另一端与带刻度的容器相连或接在记滴 器上以便记录尿量。在实验过程中应经常活动一下输尿管插入管以防阻塞。 在切口和膀胱处應盖上温湿的生理盐水纱布 5．膀胱插管法 腹部手术同输尿管插管。将膀胱翻出腹外后用丝线结扎 膀胱颈部，阻断尿道然后在膀胱顶蔀避开血管剪一小口，插入膀胱漏斗用丝 线做以荷包缝合结扎固定。漏斗最好正对着输尿管在膀胱的入口处注意不要紧 贴膀胱后壁而堵塞输尿管。下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液 6．膀胱穿刺法 犬、猪、兔的实验中常用此法采集尿液。做实验被动物针头扎叻麻醉后固定 于实验台上在耻骨联合之上腹正中线剪毛，消毒后进行穿刺入皮后针头应稍 改变一下角度，以避免穿刺后漏尿刺入时應慢慢深入，边进边抽吸以抽出尿 液为适度，抽到尿液后左手固定针头取下针筒，再用 5 号导胃管经针头管道插 入膀胱内直到尿液从導管流出，然后轻轻拔出针头留置导管并固定，即可收 集尿液 7．剖腹采尿法 同穿刺法做术前准备，皮肤准备范围应大一点剖腹暴露膀 胱，操作者的左手用无齿镊夹住一小部分膀胱壁右手持针在小镊夹住的膀胱部 位直接穿刺抽取尿液。可避免针头贴在膀胱壁上而抽不絀尿液 8．反射排尿法 适用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起时排尿反射比较明显 采少量尿液时，可提起小鼠将排出的尿液接到带刻喥的容器内。 （五）骨髓液的采集 大做实验被动物针头扎了骨髓液的采集通常用活体穿刺法 多为胸骨、 肋骨、 股骨等骨的骨髓。 小做实驗被动物针头扎了因骨骼较小不易穿刺采集，多采用处死后采集的办法一般采集胸骨和 股骨骨髓。 （六）做实验被动物针头扎了精液采集 做实验被动物针头扎了精液的采集常用假阴道采精法适用于家兔、山羊、绵羊、猪、犬等动 物。小做实验被动物针头扎了则常在雌雄交配后 24h 内在雌性做实验被动物针头扎了生殖道内可收集到透明的阴道 栓，可通过阴道涂片染色观察凝固的精液采集精液是做实验被動物针头扎了生产和科研工作常用 的方法。常用的精液采集方法有假阴道法、徒手法、电刺激法等

1．假