弥漫性大B细胞淋巴瘤中PRDM1基因甲基化状态与预后的相关性
　　摘要：目的：探讨弥漫性大B细胞淋巴瘤(DLBCL)组织中PRDM1基因启动子甲基化状态与免疫分型及预后的相关性，初步揭示该基因甲基化在DLBCL发生发展中的作用机制。方法：选取初治DLBCL石蜡包埋组织100例，反应性增生淋巴结20例作为对照。免疫组织化学EnVision法检测CD20、CD10、bcl－6、bcl－2、PRDM1/Blimp－1、MUM1蛋白表达，根据Hans分型法分型。甲基化特异性聚合酶链反应(MSP)法检测肿瘤组及对照组中PRDM1基因启动子甲基化状态并分析其与临床特征之间的关系。应用阳离子脂质体试剂转染法介导的小干扰RNA转染OCI－Ly1(GCB型)和OCI－Ly3(ABC型)细胞系，逆转录和Western blot方法检测siRNA转染前后细胞系中PRDM1/Blimp－1的表达情况。单因素生存分析(Kaplan－Meier)法分析PRDM1基因启动子甲基化及各临床特征与生存期之间的关系。结果：100例DLBCL患者中，GCB型27例(27%)，ABC型73例(73%)。PRDM1/Blimp－1在DLBCL组阳性表达21例(21%)，反应性增生淋巴结中广泛阳性(100%)。PRDM1基因启动子甲基化在肿瘤组共有23例(23%)，而对照组中均为非甲基化，两者之间差异有统计学意义(P=0.004)。PRDM1基因启动子甲基化在不同年龄段、性别、Ann Arbor分期、血清乳酸脱氢酶水平、国际预后指数、免疫分型等临床病理参数之间无明显相关性。沉默表达siRNA转染细胞系，逆转录PCR和Western blot结果显示PRDM1/Blipm－1在转染组表达较空白对照组及阴性对照组下降。单因素生存分析显示在年龄&60岁、功能状态(PS)评分3~4分、有B症状组DLBCL患者生存率明显较低。结论：在DLBCL患者中存在PRDM1基因启动子区CpG岛甲基化，由其所致的PRDM1基因表达沉默或减少可能是DLBCL发生的一个重要因素。体外沉默siRNA转染OCI－Ly1和OCI－Ly3细胞系，证实PRDM1基因在DLBCL中起到抑癌基因作用，PRDM1基因甲基化有望作为一个候选分子诊断标志物及可能的治疗靶点。
　　弥漫性大B细胞淋巴瘤(diffuse large B－cell lymphoma，DLBCL)是非霍奇金淋巴瘤最常见的亚型，WHO(2008版)造血与淋巴组织肿瘤分类将其作为一种独立的疾病[1,2]，但其形态学、免疫表型、遗传学及临床特征具有明显异质性，不同预后DLBCL之间可能存在不同遗传学改变。因此，对其分子遗传学特征进行深入研究，了解其发病机制并寻找更好治疗方法成为当前研究热点。有研究已表明，DNA异常甲基化在DLBCL的发生、发展中扮演着重要角色[3]，其中基因启动子异常甲基化是肿瘤发生、发展的重要机制之一。研究发现中国人DLBCL存在高频PRDM1/Blimp－1基因突变，且与预后密切相关[4]。人类PRDM1基因位于染色体6q21－22.1，该区域在多种恶性肿瘤中都存在缺失突变，故推测PRDM1基因是一种抑癌基因[5]。抑癌基因启动子甲基化为肿瘤的标志，但PRDM1基因甲基化在DLBCL发生发展中的作用机制尚未阐明。本研究拟用甲基化特异性PCR(methylation specific polymerase chain reaction, MSP)检测DLBCL组织中PRDM1基因甲基化状态，结合临床病理资料分析两者的相关性及其与临床预后的关系。利用siRNA转染沉默OCI－Ly1和OCI－Ly3细胞系PRDM1基因的表达，体外观察肿瘤细胞PRDM1基因表达情况及生长状态的改变，进一步探讨PRDM1基因甲基化在DLBCL发生发展中的意义，为其诊断和治疗提供新的方向。
　　资料与方法
　　1．病例资料：
　　收集2009年1月至2015年1月期间新疆医科大学第一附属医院手术切除石蜡包埋DLBCL组织100例，所有病例均由2名病理医师参照WHO(2008版)造血与淋巴组织肿瘤分类标准[1]独立进行诊断。收集反应性增生淋巴结20例作为对照。在患者知情同意的情况下进行随访，随访日期截止至日，随访内容主要包括性别、年龄、乳酸脱氢酶(LDH)水平、Ann Anbor分期、国际预后指数(IPI)评分、performance status(PS评分)、B症状、总生存期及结局。总生存期的计算从诊断确立到DLBCL引起的死亡，或随访的终止，与本病不相关的死亡算为截尾。结局判定标准：好转，经药物治疗病情得到缓解或部分缓解；死亡指患者因DLBCL引起的死亡。
　　2．免疫组织化学标记：
　　应用EnVision法对100例DLBCL进行CD20、CD10、bcl－6、bcl－2、PRDM1/Blimp－1、MUM1、Ki－67免疫组织化学标记，用已知阳性组织作为阳性对照。结果判定：CD10、CD20定位于细胞膜，bcl－6、MUM1定位于细胞核，&30%肿瘤细胞染色判断为阳性[6]。Ki－67定位于细胞核，bcl－2阳性染色定位于细胞质。PRDM1/Blimp－1蛋白阳性判定方法：参照参数的半定量计数方法将切片着色强度和着色细胞数评分数值相乘。A项(着色强度)：无着色0分，淡黄色1分，棕黄色2分，棕褐色3分。B项(着色细胞数)：观察10个高倍视野，无着色0分，着色细胞数1%~25%为1分，着色细胞数26%~50%为2分，着色细胞数51%~75%为3分，着色细胞数76%~100%为4分。每个病例得分为A&B：0分为阴性；1~2分为弱阳性；3~4分为阳性；超过4分为强阳性[7]。采用Hans分型法将DLBCL分类为生发中心B细胞型(GCB型)、活化B细胞型(ABC型)。
　　3．MSP法检测PRDM1基因启动子甲基化状态：
　　按照QIAamp DNA FFPE组织试剂盒DNA抽提纯化试剂盒操作方法从DLBCL组织、良性反应性增生淋巴结提取DNA，核酸蛋白定量仪检测DNA浓度，定量后进行DNA重亚硫酸盐变性和MSP甲基化反应(参照由德国凯杰生工生物有限公司生产的EZ DNA甲基化试剂盒)。PRDM1基因启动子甲基化和非甲基化特异性引物(由上海生工公司合成，表1)。MSP反应程序包括94 ℃热启动5 min、35个循环(94 ℃ 30 s，最适退火温度58 ℃ 30 s，72℃ 25 s)、72 ℃延伸7 min、4 ℃保存。每一PCR反应产物取5 &L直接加到1%琼脂糖凝胶进行电泳，使用凝胶成像仪观察电泳结果。琼脂糖电泳图中如看到MSP呈阳性条带，unMSP呈阴性或阳性条带，则提示该标本为甲基化或半甲基化(也属于甲基化)；如MSP呈阴性条带，unMSP呈阳性条带，提示该标本为非甲基化。
　　4．细胞培养及小干扰RNA(siRNA)转染细胞株：
　　DLBCL细胞系OCI－Ly1、OCI－Ly3(上海欧易生物科技有限公司提供)，接种于含10%胎牛血清的RPMI 1640培养液，37 ℃，5% CO2温箱中培养，待细胞铺满瓶底时传代。设计针对OCI－Ly1和OCI－Ly3细胞系PRDM1基因的RNA干扰序列共3条(由Life Tech设计合成，表2)。进行siRNA转染时细胞的汇合率应达到70%左右，根据OCI－Ly1和OCI－Ly3生长速率，装瓶1 d后细胞约扩增一倍，即达到1&105左右。实验分为五组，分别为siRNA－PRDM1－1转染组(10 &mol/L)、siRNA－PRDM1－2转染组、siRNA－PRDM1－3转染组、阴性对照组和空白对照组，每组设3个复孔。每孔加不同浓度siRNA，将细胞均置于适宜条件下培养24 h和48 h，荧光显微镜拍照红色荧光并用流式细胞仪检测转染效率，确定最佳转染浓度和转染时间。PRDM1的siRNA均按照此浓度与时间进行后续转染实验[8]。
　　5．反转录PCR(RT－PCR)检测各组PRDM1mRNA表达情况：
　　Trizol法提取各组总RNA，将RNA反转录为cDNA。以&－actin作为内参照，将PRDM1和&－actin扩增后进行对比，引物序列为：PRDM1上游引物：5&－ACCATTAAGCCCATCCCTGC－3&；下游引物：5&－ACTGCTCTGTGTTTGTGTGAGA－3&，产物长度126 bp；&－actin上游引物：5&－ATGATG－ATATCGCCGCGCTC－3&；下游引物：5&－TCGATG－GGGTACTTCAGGG－3&，产物长度211 bp。利用Sybr Green染料法检测细胞中目的基因的表达情况。反应条件：50 ℃ 2 min，95 ℃ 2 min预变性后，95 ℃ 15 s，60 ℃ 60 s共进行40个循环扩增。采用公式：2－&D&DCt计算目的基因的相对表达量，&DCt=Ct(目的基因)－Ct(&－actin)，&D&DCt=&DCt(实验样本)－&DCt(对照样本)。
　　6．固化蛋白质印迹法(Western blot)测定PRDM1/Blimp－1蛋白表达情况：
　　实验用生物光谱仪测定蛋白浓度，蛋白上样量为20 &g，用10%十二烷基硫酸钠－聚丙烯凝胶电泳(SDS－PAGE)，经电泳、转膜及封闭，加入抗PRDM1/Blimp－1一抗(1∶200)，4 ℃孵育过夜，TBST洗膜，加入抗体兔抗山羊IgG－HRP二抗(1∶10 000)，室温孵育1 h，TBST洗膜，ECL显色，用ChemiScope mini化学发光仪检测、拍照，扫描目的蛋白的积分光密度值，并与&－actin比较，计算目的蛋白的表达丰度。
　　7．统计学方法：
　　应用SPSS 17.0统计软件进行统计学处理。两组率的比较用四格表卡方检验。单因素生存曲线绘制采用乘积极限法，单因素生存分析采用对数秩检验(Log－rank检验)。P&0.05示差异有统计学意义。
　　1．100例DLBCL样本临床病理特征：
　　本组病例年龄24~87岁，平均年龄58岁，中位年龄56岁。男女比例1.38∶1.00。100例DLBCL患者的临床特点见表3。据Ann Arbor分期：26例(26.0%)为Ⅰ~Ⅱ期，74例(74.0%)为Ⅲ~Ⅳ期。60例(60.0%)有血清LDH水平升高(&250 U/L)。IPI评分：45例(45.0%)&2分，55例(55.0%)&3分。PS评分：71例(71.0% )&2分，29例(29.0%)&3分。肿瘤原发部位发生在淋巴结有55例(55.0%)，27例(27.0%)有B症状。
　　2．免疫组织化学EnVision法标记结果：
　　CD20在DLBCL组织均阳性表达(图1A)。46例(46.0%)表达bcl－2(图1B)，Ki－67阳性指数40%~95%(图1C)，92例(92.0%)表达bcl－6(图1D)，17例(17.0%)表达CD10(图1E)。根据Hans分型原则，本组病例中73%(73/100)为ABC型，27%(27/100)为GCB型。21例(21.0%)表达PRDM1/Blimp－1(图1F)，其中3例(3/27)表达在GCB型，18例(24.7%，18/73)表达在ABC型中，差异具有统计学意义(P&0.05)，反应性增生淋巴结广泛阳性，82例(82.0%)表达MUM1(图1G)，83例(83.0%)CD10阴性(图1H)。
图1弥漫性大B细胞淋巴瘤免疫组织化学结果 EnVision法 图A~G 为高倍放大，图H 为中倍放大；图A 示CD20阳性，图B 示bcl－2阳性，图C 示Ki－67阳性，图D 示bcl－6阳性，图E 示CD10阳性，图F 示PRDM1/Blimp－1阳性，图G 示MUM1阳性，图H 示CD10阴性
　　3．PRDM1基因启动子区甲基化检测情况：
　　100例DLBCL组织中，23例(23.0%)存在PRDM1基因启动子区甲基化，其中65.2%(15/23)为完全甲基化，34.8%(8/23)为部分甲基化，而对照组均为完全非甲基化，两者差异具有统计学意义(P=0.004)。琼脂糖电泳检测见图2。进一步统计分析发现PRDM1基因甲基化在年龄、性别、Ann Arbor分期、IPI评分、免疫分型等两组间差异均无统计学意义(P&0.05)。PRDM1基因启动子甲基化与临床病理参数的关系见表3。
　　图2 PRDM1基因启动子区域甲基化电泳图
　　4．流式细胞仪测定各组转染效率：
　　转染24 h后，采用鉴定OCI－Ly1各组阳性细胞荧光强度，siRNA－PRDM1－1组平均荧光强度68.30&1.47; siRNA－PRDM1－2组平均荧光强度68.30&1.47；siRNA－PRDM1－3组平均荧光强度72.10&1.48，OCI－Ly1细胞50 &mol/L siRNA转染24 h转染效率最高达到77.2%，后续实验转染条件为50 &mol/L siRNA转染24 h；OCI－Ly3各组阳性细胞荧光强度结果显示，siRNA－PRDM1－1组平均荧光强度91.43&2.06；siRNA－PRDM1－2组平均荧光强度87.50&1.23；siRNA－PRDM1－3组平均荧光强度53.67&0.38，OCI－Ly3细胞10 &mol/L siRNA转染24 h转染效率最高达到93.5%，后续实验转染条件为10 &mol/L siRNA转染24 h。
　　5．RT－PCR和Western blot实验分析各组PRDM1的表达情况：
　　RT－PCR检测各组PRDM1表达情况结果，与转染阴性、空白对照组相比，转染组PRDM1 mRNA表达水平均下调，且差异具有统计学意义(P&0.05)；与siRNA－PRDM1－1转染组、siRNA－PRDM1－2转染组相比，siRNA－PRDM1－3转染组下降最为明显，差异具有统计学意义(P&0.05)，表明siRNA－PRDM1－3能特异性抑制PRDM1基因的表达。Western blot实验结果显示，转染PRDM1基因后，转染组OCI－Ly1和OCI－Ly3细胞中PRDM1/Blimp－1蛋白表达量较未转染组和转染空载体组明显降低(P&0.05，图3)。
图3 PRDM1/Blimp－1蛋白在空白对照组及阴性对照组及PRDM1－siRNA转染组中表达水平变化电泳图
　　6．DLBCL组织中PRDM1基因启动子甲基化及临床病理特征与预后的关系(图4)：
图4弥漫性大B细胞淋巴瘤患者各临床病理资料的生存曲线图；　图A~E分别为100例年龄&60岁和&60岁、功能状态评分0~2分和&3分、LDH&250 U/L和正常、B症状有无、化疗与否与总生存率的关系；图F~H 　分别为患者PRDM1基因启动子甲基化状态、IPI评分、免疫分型与总生存率的关系
　　本组病例随访时间0.7~84.0个月，平均生存时间16.5个月，中位生存年龄9.5个月，27例死亡(占27.0%)。100例DLBCL病例均为手术病例，治疗方式包括化疗和其他对症支持治疗，化疗方案多样，有75例患者接受手术+化疗，另25例只接受了手术治疗和对症支持治疗，未进一步化疗。从生存曲线图可以看出PRDM1基因甲基化组的生存率低于未甲基化组，但差异无统计学意义(P=0.131)。单因素生存分析显示：年龄&60岁、LDH&250 U/L、有B症状、PS评分&3分及只接受单纯支持治疗的患者预后较差，且差异具有统计学意义(P=0.009、P=0.043、P=0.007、P&0.01、P&0.01)。性别、IPI评分、原发部位及免疫分型与预后无相关关系(P&0.05)。
　　DLBCL是一种具有明显异质性的非霍奇金淋巴瘤。目前，临床上应用IPI评分评估DLBCL患者预后情况，但即使是IPI评分相同的患者，其预后也不尽相同，提示可能存在其他影响其预后的因素。故有必要对影响DLBCL的预后的分子机制进行进一步研究。近年来随着表观遗传学的快速发展，基因启动子甲基化与肿瘤的相关性越来越受到重视，目前已在多种肿瘤中发现抑癌基因甲基化，且与肿瘤发生、进展及转移等密切相关。有研究发现中国人DLBCL存在高频PRDM1/Blimp－1基因突变，且与预后密切相关[4]。该基因由Keller和Maniatis[9]在1991年研究病毒介导的免疫反应时首次发现一种&干扰素分泌抑制因子，并将其命名为PRDIBF1(positive regulatory domain I－binding factor 1)或PRDM1蛋白。位于人6p21－22.1，能够调控成熟B细胞向浆细胞分化，抑制与B细胞增殖有关的基因表达。本研究拟用、MSP及体外siRNA转染DLBCL细胞系，探讨DLBCL中PRDM1基因启动子甲基化状态与免疫分型及预后相关性，初步揭示该基因甲基化在DLBCL的发生发展中作用机制。
　　2008版WHO造血与淋巴组织肿瘤分类更加强调了免疫分型的重要性[1]。本研究免疫组织化学结果说明PRDM1/Blimp－1蛋白阳性表达率在ABC组表达率高于GCB组，这与Garcia等[10]的研究结果相近。而反应性增生淋巴结PRDM1/Blimp－1广泛阳性，且其在肿瘤组织中与患者性别、年龄、部位、肿瘤分期、IPI评分无显著性差异。与反应性增生淋巴结相比，DLBCL组织PRDM1/Blimp－1阳性率降低，提示PRDM1可能通过下调表达，减弱了对DLBCL细胞的生长抑制和癌细胞的凋亡发生，从而参与DLBCL的发生发展。
　　Turner等[11]发现PRDM1基因通过抑制B细胞受体信号bcl－6基因，阻断生发中心功能，以及抑制CMYC基因调节细胞的增殖周期从而启动B细胞终末分化。PRDM1的失活将阻断细胞的终末分化，促进细胞增殖，从而导致DLBCL的发生。因此PRDM1失活突变可能是DLBCL发生的重要环节之一。但是，到目前为止，多数研究仅从基因突变等方面研究其与DLBCL的关系，有关PRDM1基因甲基化在DLBCL中的研究极少。甲基化检测方法MSP灵敏度高，对甲基化等位基因的检测灵敏度能够达到10－5~10－3[12]。这些发现为我们的研究提供了一定的思路，我们应用MSP技术测得PRDM1基因启动子区域的甲基化状态，100例DLBCL组织中有23例发生甲基化，其中15例发生完全甲基化，8例为部分甲基化，即同时存在PRDM1基因甲基化和非甲基化状态，这可能与石蜡标本中正常组织残留或是标本中PRDM1基因只是部分发生甲基化有关[13]。而对照组反应性增生的淋巴结则未出现甲基化，进一步说明PRDM1甲基化在DLBCL的发生发展中起一定作用。其与临床病理参数的相关性分析均无差异，说明其可能作为一个独立的因素参与DLBCL的形成。
　　本研究还应用阳离子脂质体试剂转染法介导的siRNA转染OCI－Ly1和OCI－Ly3细胞系，荧光定量PCR和Western blot方法检测siRNA转染前后细胞系中PRDM1/Blimp－1的表达情况，结果显示转染组PRDM1/Blimp－1蛋白较空白对照组及阴性对照组表达下降，而Mandelbaum等[14]体外实验证实敲除PRDM1/Blimp－1基因鼠不能分化成熟为浆细胞并分泌血清免疫球蛋白，在鼠B细胞中PRDM1/Blimp－1基因缺失可促进淋巴组织增殖性疾病，尤其是人ABC型DLBCL的发生，进一步证实了PRDM1/Blimp－1在DLBCL中的抑癌基因作用。本研究结果与Mandelbaum等[14]的结果基本相符，初步说明PRDM1基因的突变与B细胞淋巴瘤的发生相关，因此提示PRDMl在DLBCL中也具有抑癌基因的作用。
　　我们进一步分析相关临床病理资料与预后的相关关系，从生存曲线图可以看出PRDM1基因启动子甲基化组较未甲基化组生存率低，但差异不具有统计学意义，分层分析发现化疗组中PRDM1基因甲基化与未甲基化生存期无差别，说明PRDM1基因可能与DLBCL的预后有关，但限于病例的选择，样本量较少，仍需扩大样本量做进一步相关研究。在相似的研究中，王芳[15]发现年龄与亚型有明显关联，年龄较大的ABC型患者预后较差，本研究结果与其研究结果相似，患者的年龄&60岁的患者预后较差。其他临床病理参数如LDH高于正常，PS评分较高及有B症状的患者预后也较差。而本研究也发现目前临床常用的预后判断指标如免疫分型、IPI评分等在生存曲线图上与预后有关，但差异不具有统计学意义，这可能与纳入的病例、随访时间的长短有关。而性别、原发部位、Ann Arbor分期与预后无关。
　　DLBCL在临床特点、组织形态、免疫表型以及分子遗传学特征和生物行为存在明显差异性，这种差异使得DLBCL存在明显不同的治疗效果和预后。因此，探索新的治疗靶点成为当前淋巴瘤研究的热点。近年来，去甲基化治疗作为一种新的治疗手段在白血病以及骨髓增生异常综合征的治疗中取得了成功[13]。本研究中，MSP检测PRDM1基因甲基化率为23%，预后分析显示PRDM1基因甲基化组的预后较未甲基化组差，体外siRNA转染沉默肿瘤细胞系中PRDM1基因表达，发现转染组较空白及阴性对照组下降。上述结果提示了PRDM1基因可能是一个有效的基因治疗靶点，为以PRDM1基因甲基化为靶点进行DLBCL的去甲基化治疗打下一定的研究基础。
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责任编辑: 晨凫
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B细胞型非霍奇金淋巴瘤CHFR基因mRNA表达与启动子区甲基化相关性研究
【摘要】：目的检测B细胞型非霍奇金淋巴瘤(B-NHL)组织中CHFR基因mRNA表达水平及其与启动子区甲基化的关系,同时探讨CHFR表达及甲基化水平与B细胞型非霍奇金淋巴瘤临床病理特征的关系。
方法采用荧光定量PCR方法检测81例B细胞型非霍奇金淋巴瘤组织和38例淋巴结反应性增生组织(RH)中CHFR mRNA的表达水平；采用甲基化特异性PCR方法检测B-NHL组织及RH组织中CHFR基因甲基化水平。
结果①81例B-NHL组织中不同程度低水平表达CHFR mRNA,其中2例表达缺失,而在淋巴结反应性增生组中该基因全部表达,B-NHL组CHFR mRNA相对表达量为0.21±0.12,对照组CHFR mRNA相对表达量为0.27±0.13, B-NHL组明显低于对照组(P=0.013)。81例B-NHL患者中21例患者出现CHFR基因启动子区甲基化,38例RH组织中未发现CHFR基因甲基化,差异有统计学意义(P=0.001)。②B-NHL组织样本中甲基化组CHFR mRNA的相对表达量为0.13±0.05,非甲基化组CHFR mRNA的相对表达量为0.23±0.12,前者明显低于后者(PO.01),CHFR mRNA表达水平降低和启动子区甲基化负相关(r=0.269,P=0.015)。③B-NHL患者中Ⅲ+Ⅳ期CHFR mRNA相对表达量为0.17±0.09,Ⅰ+Ⅱ期患者的相对表达量为0.23±0.13,前者明显低于后者,差异有统计学意义(P=0.024); B-NHL按IPI评分分0-1分组和2-5分组,高评分组CHFR mRNA相对表达量为0.17±0.09,低评分组相对表达量为0.23±0.13,前者明显低于后者,差异具有统计学意义(P=0.042)。CHFR mRNA相对表达量与患者发病时年龄、有无全身症状、LDH水平、ECOG评分及性别无差异性(P均0.05)。发生甲基化的21例B-NHL患者中Ⅲ+Ⅳ期甲基化率为41.7%, Ⅰ+Ⅱ期患者甲基化率为13.3%,前者明显高于后者,二者差异具有统计学意义(x2=8.36,P=0.004)；发生甲基化的21例患者中IPI评分0-1分组8例(20%),2-5分组13例(65%),二者CHFR甲基化表达存在差异(x2=5.26,P=0.022)。CHFR甲基化在患者发病时年龄、有无全身症状、LDH水平、ECOG评分及性别方面的差异无统计学意义(P均0.05)。
结论①非霍奇金淋巴瘤组织中CHFR基因mRNA表达水平降低或缺失,CHFR基因启动子区异常甲基化在非霍奇金淋巴瘤中是频发事件,提示CHFR mRNA异常表达及启动子区甲基化参与了淋巴瘤的发生；②CHFR基因mRNA表达水平降低与其启动子区发生甲基化负相关,提示在非霍奇金淋巴瘤的发生过程中,CHFR启动子区甲基化可能导致了该基因mRNA表达下调或缺失,使CHFR基因对细胞有丝分裂的调控功能失活,从而导致淋巴瘤的发生；③CHFR基因表达下调及启动子区甲基化在B-NHL患者的临床分期及IPI评分方面具有差异,提示CHFR基因可能与肿瘤的发生及进展相关,mRNA表达下调及启动子去甲基化是预后不良的因素。
【学位授予单位】：青岛大学【学位级别】：硕士【学位授予年份】：2013【分类号】：R733.1
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